Produit

ZEISS Lattice Lightsheet 7

Imagerie volumétrique longue durée de cellules vivantes

ZEISS Lattice Lightsheet 7 rend la microscopie de fluorescence à feuillet de lumière disponible pour l'imagerie des cellules vivantes à une résolution subcellulaire, en vous permettant d'utiliser vos porte-échantillons standards. Désormais, grâce à ce système automatique simple, l'imagerie volumétrique de structures et de dynamiques subcellulaires, effectuée sur plusieurs heures ou jours et bénéficiant d'une excellente protection contre la photodégradation, est à la portée de tous. Découvrez un niveau de détail inégalé de la dynamique biologique avec une facilité inimaginable !

Examinez des spécimens vivants directement sur vos porte-échantillons standards.
Observez la dynamique biologique subcellulaire sur plusieurs heures, voire plusieurs jours.
.Révélez des détails en trois dimensions dans leurs proportions réelles
Ne manquez plus aucun évènement sur votre lamelle couvre-objet.
Portez toute votre attention sur vos expériences.

Découvrez la dynamique biologique subcellulaire

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ZEISS Lattice Lightsheet 7 - Processus

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La technologie à feuillet de lumière en treillis à la portée de tous

L'intérêt de l'imagerie à feuillet de lumière, non invasive et en haute résolution, ne peut être sous-estimé dans l'étude des processus subcellulaires. Grâce à Lattice Lightsheet 7, ZEISS simplifie à l'extrême l'accès aux avantages de cette technologie de pointe. Sans modifier votre procédure habituelle de préparation d'échantillon, examinez des spécimens vivants directement sur les porte-échantillons standards que vous utilisez déjà pour la microscopie confocale. Le système réalise automatiquement les processus d'alignement complexes et vous permet ainsi de vous concentrer sur l'essentiel.

Phototoxicité et photoblanchiment presque inexistants

Vous désirez observer la dynamique biologique à une résolution subcellulaire pour étudier l'évolution dans le temps des structures les plus fines. Malheureusement, vos systèmes d'imagerie conventionnels atteignent très vite leurs limites, s'avérant trop invasifs et détruisant vos échantillons. Pour y remédier, l'éclairage en treillis de ZEISS Lattice Lightsheet 7 s'adapte automatiquement à vos échantillons sensibles et réduit significativement le photoblanchiment et la phototoxicité. Vous pouvez ainsi poursuivre vos observations sur plusieurs heures, voire plusieurs jours. L'environnement d'incubation contrôlé et le mécanisme intégré d'auto-immersion permettent de réaliser des expériences longue durée non surveillées.

_{Vidéo : Cellule LLC-PK1 en cours de division. Cellules exprimant H2B-mCherry (cyan) et tubuline α mEGFP (magenta), enregistrement sur une période de 25 heures.}

Imagerie volumétrique à grande vitesse

L'acquisition extrêmement rapide des images par ZEISS Lattice Lightsheet 7 permet jusqu'à trois balayages volumiques par seconde. Grâce à cette imagerie dynamique, réalisée à une résolution temporelle élevée sur l'ensemble de vos échantillons, vous ne manquerez plus aucun évènement sur vos lamelles couvre-objet. La résolution quasiment isotrope sur les axes X, Y et Z produit une image de l'échantillon en trois dimensions, qui révèle les détails structurels dans leurs véritables proportions. Le balayage rapide du faisceau laser permet d'obtenir des images comportant jusqu'à trois couleurs presque simultanément, avec un crosstalk minimal entre les couleurs.

_{Vidéo : Cellule COS-7 transfectée de manière transitoire avec des agents Tomm20-mEmerald et Calreticulin-tdTomato. L'exemple montre le RE s'enroulant autour des mitochondries et assistant la fission mitochondriale.}

La technologie derrière l'instrument

Le principe de la microscopie à feuillet de lumière en treillis

Microscopie à feuillet de lumière

Aussi appelée « microscopie à feuillet de lumière de type gaussien », ce type de microscopie est généralement reconnu pour ses conditions d'imageries non invasives à une vitesse d'acquisition supérieure. Le concept révolutionnaire de séparer le système d'excitation du système de détection permet d'éclairer uniquement la partie de l'échantillon située dans le plan focal de l'objectif de détection. Lorsque vous déplacez le feuillet de lumière sans manipuler l'échantillon et enregistrez une image par plan focal, vous obtenez des données volumétriques sans exposer les zones hors champ de l'échantillon.

Microscopie à feuillet de lumière en treillis

Combine les avantages de la microscopie à feuillet de lumière classique avec la résolution quasi-isotrope de la microscopie confocale. La technologie avancée de modelage du faisceau créé des feuillets de lumière en réseau (treillis), beaucoup plus fins que les feuillets de lumière standards à profil gaussien. Ils fournissent donc une meilleure résolution à des vitesses d'acquisition comparables. La structure en treillis est créée par un modulateur spatial de lumière (SLM pour Spatial Light Modulator), puis projetée sur l'échantillon après avoir traversé un système de balayage qui fait vibrer la structure réticulaire pour créer un feuillet de lumière non invasif.

Schéma du porte-échantillon et du module optique de base avec objectif d'excitation (1), lentille ménisque (2) et objectif de détection à optique freeform (3). Les exemples représentent l'acquisition d'image sans (A) et avec correction des modifications de l'indice de réfraction (B).

ZEISS et la microscopie à feuillet de lumière en treillis

Durant la phase de développement du Lattice Lightsheet 7, ZEISS a accordé une attention particulière à la simplicité d'utilisation et à la compatibilité avec les techniques de préparation conventionnelles des échantillons. L'utilisation de porte-échantillons standards dans la microscopie à haute résolution se fonde sur le principe de la configuration inversée. Celle-ci implique des défis, notamment les décalages de l'indice de réfraction, puisqu'avant d'atteindre l'objectif de détection, la fluorescence est émise à partir de l'échantillon, puis traverse le milieu de culture cellulaire aqueux, une lamelle couvre-objet inclinée et une immersion dans l'eau.

Une optique ZEISS sans égale

Des éléments optiques exclusifs à ZEISS compensent les décalages d'indice de réfraction dans la trajectoire du faisceau de détection. Ils permettent également d'acquérir des images des échantillons aussi facilement et rapidement qu'avec un microscope confocal.

Caractéristiques du produit

Chambre d'incubation contenant une boîte de Petri standard de 35 mm.

Usage avec porte-échantillon standard

Sans modifier votre procédure habituelle de préparation d'échantillon, examinez des spécimens vivants directement sur les porte-échantillons que vous utilisez déjà pour la microscopie confocale. ZEISS Lattice Lightsheet 7 fonctionne avec tous les porte-échantillons standards munis d'une lamelle couvre-objet de fond n° 1,5 :

Lames
Boîtes de Petri 35 mm
Chambres de culture
Plaques de microtitration

ZEISS Lattice Lightsheet 7 – Éclairage LED — Un éclairage non invasif par transmission garantit la localisation rapide de votre échantillon.

Localisation rapide et non invasive des échantillons

Les LED de transmission intégrées et la détection latérale assurant un contraste de type DIC (interférentiel) permettent de localiser très rapidement votre échantillon. Au besoin, passer des LED de transmission blanches à rouges pour un éclairage moins agressif. Vous pouvez également choisir d'inclure un éclairage à lumière transmise pour les observations longue durée.

ZEISS Lattice Lightsheet 7 – Platine à 5 axes — La platine à 5 axes combine une précision extrême à une grande vitesse d'exécution avec une vaste plage de déplacement pour l'imagerie des plaques de microtitration.

Mise à niveau automatique de l'échantillon

Conçue spécifiquement pour ce système, la platine unique à 5 axes permet non seulement de réaliser des déplacements le long des axes X, Y et Z, mais aussi des inclinaisons d'une extrême précision suivant les axes X et Y, afin de compenser même les plus petits écarts liés aux dimensions du porte-échantillon ou à la position de l'échantillon. La mise à niveau de votre échantillon s'effectue automatiquement et vous libère des fastidieux réglages manuels.

Schéma de la trajectoire du faisceau de ZEISS Lattice Lightsheet 7 — Le design innovant de la trajectoire du faisceau d'excitation permet de changer rapidement les raies du laser sans avoir à reprogrammer le SLM. Cette configuration permet d'acquérir presque simultanément des ensembles de données de canaux multiples afin que vous ne manquiez plus aucun évènement sur votre échantillon.

Schéma de la trajectoire du faisceau du ZEISS Lattice Lightsheet 7 — Le design innovant de la trajectoire du faisceau d'excitation permet de changer rapidement les raies du laser sans avoir à reprogrammer le SLM. Cette configuration permet d'acquérir presque simultanément des ensembles de données de canaux multiples afin que vous ne manquiez plus aucun évènement sur votre échantillon.

Alignement automatique de tous les éléments optiques

Pour de meilleurs résultats d'imagerie, le feuillet de lumière en treillis doit être adapté à chaque échantillon ; ZEISS a donc intégré une fonction d'alignement automatique de tous les éléments optiques qui élimine les ajustements manuels rébarbatifs. Le design innovant de la trajectoire du faisceau d'excitation permet de changer rapidement les raies du laser sans reprogrammer le SLM. Cette configuration permet d'acquérir presque simultanément des ensembles de données de canaux multiples afin que vous ne manquiez plus aucun évènement sur votre échantillon.

ZEISS Lattice Lightsheet 7 - Configuration à double caméra — Configuration à double caméra de ZEISS Lattice Lightsheet 7.

Résolution temporelle doublée avec deux caméras

La conception innovante de la trajectoire du faisceau d'excitation permet l'excitation simultanée de l'échantillon avec plusieurs raies de laser. Combinée à deux caméras ORCA-Fusion de Hamamatsu, cette méthode permet une imagerie réellement simultanée de deux canaux, essentielle pour une série d'applications, notamment les expériences ratiométriques. Une configuration à double caméra vous permet également d'utiliser des filtres passe-bande uniques devant chaque caméra pour minimiser le crosstalk et obtenir des résultats plus propres sans compromettre la vitesse.

ZEISS Lattice Lightsheet 7 – Auto-immersion — Équipement d'auto-immersion de ZEISS Lattice Lightsheet 7.

Expériences longue durée non surveillées

Incubation : Le système d'incubation intégré offre une stabilité durable dans des conditions ambiantes variables. Le microscope contrôle et surveille automatiquement la température, les niveaux de CO₂, d'O₂ et d'humidité, afin de préserver l'intégrité de votre échantillon tout au long de vos expériences. Le couvercle avec regard en verre simplifie l'accès à l'échantillon et son inspection au cours d'une phase d'expérimentation.

Auto-immersion : Amorcez le système pour évacuer l'air résiduel. Le système libère ensuite automatiquement une quantité de milieu d'immersion adaptée aux contraintes de vos expériences. Le réapprovisionnement en milieu d'immersion est contrôlé par logiciel afin que vous n'ayez plus à vous soucier des risques d'interférence par rapport à l'acquisition d'image. Le réservoir est protégé de la source d'éclairage pour éviter le développement des bactéries. Les objectifs sont protégés de la source d'approvisionnement en milieu d'immersion et restent secs, même si une quantité excessive de milieu d'immersion est appliquée.

Applications typiques

Application typique	Échantillons typiques	Tâches
Imagerie des cellules vivantes	Cellules adhérentes Cellules en suspension	Imagerie volumétrique des processus subcellulaires à grande vitesse : dynamique et morphologie des organites, interactions inter-organites, transport vésiculaire Imagerie volumétrique de la dynamique membranaire Imagerie volumétrique de cellules immunitaires telles que la mobilité et l'activation des cellules T Imagerie non invasive de cellules vivantes, sur plusieurs heures ou plusieurs jours, avec une phototoxicité et un photoblanchiment minimum Prolifération cellulaire et essais d'apoptose
Culture cellulaire 3D	Sphéroïdes Organoïdes Kystes Cellules dans un hydrogel	Imagerie en direct de sphéroïdes ou d'organoïdes dont le diamètre peut atteindre 200 μm Auto-organisation des organoïdes Migration et prolifération cellulaire à l'intérieur des organoïdes Imagerie des interactions intercellulaires, organisation 3D, migration et morphologie Imagerie In vitro de l'activité neuronale
Petits organismes évolutifs	Embryons de poissons-zèbres Embryons de caenorhabditis elegans Embryons de drosophiles	Analyse de détails structurels en 3D avec une résolution quasiment isotrope Imagerie rapide de la dynamique cellulaire et subcellulaire dans les embryons et les petits organismes d'un diamètre maximal de 100 μm Migration cellulaire, interaction intercellulaire, cycle cellulaire, transport vésiculaire
Ovocytes		Imagerie en direct d'ovocytes complets en 3D avec niveau de détail subcellulaire
Échantillons élargis		Petits échantillons élargis de gel aqueux

ZEISS Lattice Lightsheet 7 en action

La lamine B1 en action

La lamine B1, qui s'associe à la membrane nucléaire, est impliquée dans la fragmentation et la reformation de la membrane nucléaire au cours de la mitose. La formation de ces « invaginations nucléaires » est fréquemment observée sur plusieurs types de cellules durant les évènements de la mitose, à différents stades du cycle cellulaire. Les invaginations nucléaires peuvent se manifester sous la forme de structures tubulaires qui partent de la membrane nucléaire et traversent le noyau. Bien que ces structures uniques soient régulièrement observées, la plupart des recherches sont jusqu'à présent effectuées à partir de cellules fixes. Par conséquent, la fonction de ces structures est largement inconnue, même si de nombreuses hypothèses ont été proposées.

Cet ensemble de données a été enregistré avec une lignée de cellules du Allen Institute for Cell Science de Seattle : des cellules souches pluripotentes induites humaines qui expriment de façon endogène la lamine B1 (AICS-0013) marquée au mEGFP. L'expérience, qui s'est déroulée durant la nuit, a été enregistrée pendant près de 8 heures avec une image en volume capturée toutes les 1,5 minute. Les cellules en mitose peuvent être observées tout au long de l'enregistrement. La formation et la dynamique des invaginations nucléaires sont claires dans la plupart des cellules, tout au long du cycle cellulaire complet.

Un éclairage non invasif est primordial pour l'imagerie de la mitose, ce processus étant extrêmement délicat et photosensible. Afin d'éviter la duplication d'un ADN endommagé, les cellules interrompent la mitose au moindre incident provenant de l'éclairage d'excitation. Le procédé d'imagerie de Lattice Lightsheet 7 est non invasif et le système doit être extrêmement stable pour acquérir des images des évènements de mitose sur de longues périodes. L'imagerie volumétrique rapide combinée à une résolution d'image quasiment isotrope permet d'examiner l'échantillon sous tous les angles et d'étudier des structures subcellulaires uniques dans les moindres détails. ZEISS Lattice Lightsheet 7 est l'instrument parfait pour réaliser des expériences si complexes. Des applications auparavant impossibles deviennent réalité et, grâce à la grande facilité d'utilisation de Lattice Lightsheet 7, vous pouvez vous aussi les mettre en pratique dans le cadre de vos recherches.

La dynamique subcellulaire à très grande vitesse

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Cellule COS-7

Cellules COS-7 transfectées de façon transitoire avec de la calnexine mEmerald et EB3-tdTomato. La protéine EB3 identifie les extrémités des microtubules et assure la régulation de la dynamique microtubulaire. La calnexine est une protéine du RE, où s'effectue la synthèse protéique. Une image en volume toutes les 7 secondes ; imagerie continue pendant 24 minutes. Volume d'acquisition : 118 × 113 × 22 μm3. 240 600 images, 401 plans volumiques pour 300 points temporels.
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Dynamique de cellules U2OS

Vidéo en time lapse montrant la dynamique d'une cellule U2OS exprimant de manière stable de l'actine-GFP (cytosquelette, cyan). Les cellules étaient également marquées avec MitoTracker™ Red CMXRos (mitochondrie, vert) et Draq 5 (noyau, magenta).

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Cellule U2OS en cours de division

Cellule U2OS exprimant Lifeact-tdTomato subissant une mitose pendant l'imagerie continue. Projection à intensité maximale. Des images de la cellule ont été capturées en continu pendant 2,5 heures ; une image en volume (113 × 90 × 11 μm³) toutes les 2,2 secondes. Au total, 1 404 000 images ont été enregistrées ; 351 plans volumiques pour 4000 points temporels.
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Staygold COS-7

Cellules COS-7 transfectées avec la protéine fluorescente StayGold ciblant le RE. Projection à intensité maximale. Enregistré avec un temps d'exposition de 1 ms pendant 40 min en continu. 802 000 images au total. Une image en volume (105 × 56 × 14 µm³) par 1,1 seconde.
Avec l'aimable autorisation de : Miyawaki Atsushi, Institut RIKEN, Japon

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Traçage des vésicules en 3D

Cellules COS-7 transfectées de manière transitoire avec des agents mEmerald-Rab5a et Golgi7-tdTomato. Golgi7 est une protéine associée à l'appareil de Golgi et aux vésicules golgiennes. Rab5a est une protéine marqueur des endosomes précoces. Le traçage des vésicules en 3D à une résolution quasiment isotrope devient réalité. Le traçage a été effectué dans arivis Vision4D^®.

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Comparaison des cellules U2OS à simple et double caméra

Cellules U2OS exprimant Lifeact-tdTomato et colorées avec MitoTracker Green. Rangée du haut : configuration à une seule caméra. Rangée du bas : configuration à double caméra. Le crosstalk est minimisé. En outre, deux fois plus d'images peuvent être acquises, ce qui permet de doubler la résolution temporelle.
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Cellule T exprimant Lifeact-GFP

Projection en profondeur avec codage couleur et projection à intensité maximale en parallèle. Des images de la cellule T ont été capturées en continu pendant plus de 1 heure ; une image en volume toutes les 2,5 secondes. Échantillon : avec l'aimable autorisation de M. Fritzsche, Université d'Oxford, Royaume-Uni.

Étude fiable de co-localisation

Pour étudier la co-localisation, aucun crosstalk n'est permis pour s'assurer que la co-localisation observée est bien réelle. Cependant, utiliser des filtres passe-bande uniques implique de changer de filtre pendant l'imagerie, ce qui ralentit suffisamment l'acquisition pour provoquer un décalage important entre des structures devant se superposer. Vous ne pouvez donc pas vous fier aux résultats de la co-localisation et aux interactions observées. Une configuration à double caméra résout ce dilemme, vous donnant confiance dans les données acquises et les résultats que vous pouvez en tirer.

Cellules U2OS colorées avec MitoTracker Green (vert) et MitoTracker Red CMXRos (magenta), deux colorants qui se localisent dans les mitochondries et devraient donc toujours être colocalisés. À gauche : configuration à une seule caméra. Un délai d'enregistrement entre les deux canaux se manifeste par un décalage spatial des structures. À droite : configuration à double caméra. Les structures se superposent complètement comme prévu. 60 points temporels ont été acquis, alors qu'avec une seule caméra, seuls 16 points temporels ont pu être acquis dans le même temps.

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Cellules U2OS colorées avec MitoTracker Green (vert) et MitoTracker Red CMXRos (magenta).
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Rapport d'intensité de fluorescence de MitoTracker Green et de MitoTracker Red CMXRos.

Expériences ratiométriques

Le rapport d'intensité de fluorescence de MitoTracker Green et de MitoTracker Red CMXRos a été analysé pour étudier le potentiel de la membrane mitochondriale, car seule l'absorption de MitoTracker Red CMXRos dépend du potentiel de la membrane ; MitoTracker Green est une mesure de la masse mitochondriale mais est indépendant du potentiel de la membrane mitochondriale et peut servir de référence interne. Ainsi, le rapport de fluorescence des deux colorants est une mesure relative du potentiel de la membrane mitochondriale.

Développement biologique aux stades précoces

Ovocytes

Ovocytes de souris interrompus en métaphase II

Ovocytes de souris interrompus en métaphase II et marqués pour la mitochondrie (cyan), les microtubules (magenta) et les chromosomes (jaune). Échantillon : avec l'aimable autorisation de C. So, MPI Göttingen, Allemagne.

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Ovocytes de souris fixes en vésicules germinales

Ovocytes de souris fixes en vésicules germinales marqués pour la membrane nucléaire (anti-lamine, cyan), actine (phalloïdine, magenta) et microtubules (anti-tubuline, jaune). Le Sinc3 15 × 650 lattice light sheet a été utilisé pour l'imagerie haute résolution des structures de microtubule et de l'actine. Suivez la structure en 3D des microtubules dans la vidéo. Échantillon : avec l'aimable autorisation de C. So, MPI Göttingen, Allemagne.
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Ovocytes de souris fixes en vésicules germinales

Ovocytes de souris fixes en vésicules germinales marqués pour la membrane nucléaire (anti-lamine, cyan), actine (phalloïdine, magenta) et microtubules (anti-tubuline, jaune). Le Sinc3 100 × 1,800 lattice light sheet a été utilisé pour réaliser l'imagerie de l'ovocyte complet. Échantillon : avec l'aimable autorisation de C. So, MPI Göttingen, Allemagne.

Développement biologique de petits organismes évolutifs

Poisson zèbre, C.elegans, drosophile

Embryon de poisson zèbre : Transport de molécules mRNA

Le transport de molécules mRNA a été tracé dans arivis Vision4D®. Le mouvement de l'embryon de poisson zèbre a d'abord été corrigé à l'aide d'un tracé de référence du noyau. Ensuite, les molécules individuelles d'ARN messager ont été suivies dans la durée pour obtenir des statistiques telles que la vitesse et l'orientation. Échantillon : avec l'aimable autorisation du Prof. Andrew Oates, EPFL, Suisse.

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Embryon de poisson zèbre transgénique DeltaD-YFP

Embryon de poisson zèbre transgénique DeltaD-YFP (Liao et al. 2016, Nature Communications). Protéine de fusion emmenée par un transgène contenant les régions de régulation endogène, expression à l'extrémité caudale et dans le mésoderme pré-somatique. Signal visible dans le cortex cellulaire et en un point correspondant au transport vésiculaire (vert). Noyaux en magenta. Des images de l'embryon ont été capturées pendant 5 minutes en continu ; une image en volume (150 × 50 × 90 μm3) toutes les 8 secondes. Échantillon : avec l'aimable autorisation du Prof. Andrew Oates, EPFL, Suisse.
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Film en vitesse accélérée de l'embryon de poisson zèbre

Imagerie volumétrique du transport de molécules mRNA (vert). Les noyaux sont représentés en magenta. Les données sont affichées en projection à intensité maximale. Une image en volume (86 × 80 × 12 μm3) a été enregistrée toutes les 2,5 secondes. Échantillon : avec l'aimable autorisation du Prof. Andrew Oates, EPFL, Suisse.

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Embryon de caenorhabditis elegans pour les noyaux

Embryon de caenorhabditis elegans marqué pour les noyaux. La vidéo montre une projection en profondeur avec codage en couleur de l'embryon. Des images de l'embryon ont été capturées pendant plus de 10 minutes en continu ; une image en volume toutes les 700 msec. Volume d'acquisition : 115 × 50 × 30 μm³. Au total, 101 000 images ont été enregistrées ; 101 plans volumiques pour 1000 points temporels. Échantillon client.
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Embryon de caenorhabditis elegans pour les noyaux

Embryon de caenorhabditis elegans marqué pour les noyaux. La vidéo montre une projection en profondeur avec codage en couleur de l'embryon. Des images de l'embryon ont été capturées pendant plus de 19 heures toutes les 5 minutes et peuvent être observées tout au long de son cycle normal de veille-sommeil. Volume d'acquisition : 115 × 50 × 30 μm³. Au total, 23 836 images ont été enregistrées ; 101 plans volumiques pour 236 points temporels. Échantillon client.
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Embryon de C. elegans au stade tardif

Embryon de caenorhabditis elegans au stade tardif (post fertilisation ~400 min.) avec ~560 noyaux marqués avec HIS-58::mCherry (magenta) et centrioles marqués par GFP::SAS-7 (vert). Des cellules en mitose montrent un signal condensé de HIS-58::mCherry et de centrioles aux pôles fuseaux. Échantillon : avec l'aimable autorisation de N. Kalbfuss, Göncy Lab, EPFL, Suisse.

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Embryon de drosophile

La drosophila melanogaster est un organisme modèle dans de nombreux domaines de recherche tels que la recherche biomédicale. De nombreux variants génétiquement modifiés sont à la disposition des chercheurs. Cette vidéo présente un embryon de drosophile avec marquage GFP au cours de son évolution. Au total, 91 100 images ont été prises, 911 plans volumiques, 100 points temporels. Une image en volume toutes les 15 secondes ; durée d'imagerie 25 min., volume d'acquisition : 300 × 455 × 145 μm³.

Développement de modèles cellulaires en 3D

Les sphéroïdes et organoïdes sont des modèles in vitro d'organes beaucoup plus petits et plus simples, mais faciles à produire. Aux yeux des biologistes du développement, ils sont donc des outils inestimables pour étudier le développement des organes. Contrairement aux cultures cellulaires, qui consistent généralement en une seule monocouche de cellules, les cellules des sphéroïdes ou organoïdes forment des structures tridimensionnelles qui permettent d'étudier la migration et la différenciation des cellules à l'intérieur de modèles cellulaires en 3D. Avec la microscopie à feuillet de lumière en treillis, l'acquisition d'images du développement et de l'auto-organisation d'organoïdes devient réalité. Ici, nous pouvons voir un rendu en 3D d'un sphéroïde constitué de cellules exprimant H2B-mCherry (cyan) et α-tubuline-mEGFP (magenta). Les cellules ne sont pas toutes marquées.

Développement de plantes et de semences de plantes

Grain de pollen et tube pollinique

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Grain de pollen

Tube pollinique coloré pour les mitochondries (MitoTracker Green, vert) et les lysosomes (Lysotracker Red, rouge). Observez le tube pollinique s'étendre à partir de la fissure dans le grain de pollen (visualisé par son autofluorescence). Les mitochondries ne progressent pas tout à fait jusqu'à l'extrémité du tube pollinique, mais s'arrêtent quelques microns avant l'extrémité. Le rendu de l'ensemble des données a été effectué dans arivis Vision4D^®. Échantillon : avec l'aimable autorisation de R. Whan, UNSW, Sydney, Australie.
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Tube pollinique

Observez la dynamique des mitochondries à l'intérieur du tube pollinique. Les mitochondries se déplacent vers l'extrémité sur les bords et reviennent au centre du tube. Durant le transport, les mitochondries fusionnent et se divisent constamment pour assurer les processus de réparation et pour partager et distribuer les molécules biologiques. Échantillon : avec l'aimable autorisation de R. Whan, UNSW, Sydney, Australie.

Applications liées

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ZEISS Lattice Lightsheet 7

Long-term Volumetric Imaging of Living Cells

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Microscopie à feuillet de lumière

Microscopie à feuillet de lumière en treillis

ZEISS et la microscopie à feuillet de lumière en treillis

Caractéristiques du produit

Usage avec porte-échantillon standard

Localisation rapide et non invasive des échantillons

Mise à niveau automatique de l'échantillon

ZEISS Lattice Lightsheet 7 – Trajectoire du faisceau

Alignement automatique de tous les éléments optiques

Résolution temporelle doublée avec deux caméras

Expériences longue durée non surveillées

Applications typiques

ZEISS Lattice Lightsheet 7 en action

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La lamine B1 en action

La dynamique subcellulaire à très grande vitesse

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Cellule COS-7

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Dynamique de cellules U2OS

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Cellule U2OS en cours de division

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Staygold COS-7

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Traçage des vésicules en 3D

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Comparaison des cellules U2OS à simple et double caméra

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Cellule T exprimant Lifeact-GFP

Étude fiable de co-localisation

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Expériences ratiométriques

Développement biologique aux stades précoces

Ovocytes

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Ovocytes de souris interrompus en métaphase II

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Ovocytes de souris fixes en vésicules germinales

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Ovocytes de souris fixes en vésicules germinales

Développement biologique de petits organismes évolutifs

Poisson zèbre, C.elegans, drosophile

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Embryon de poisson zèbre : Transport de molécules mRNA

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Embryon de poisson zèbre transgénique DeltaD-YFP

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Film en vitesse accélérée de l'embryon de poisson zèbre

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Embryon de caenorhabditis elegans pour les noyaux

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Embryon de caenorhabditis elegans pour les noyaux

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Embryon de C. elegans au stade tardif

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Embryon de drosophile

Développement de modèles cellulaires en 3D

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Développement de plantes et de semences de plantes

Grain de pollen et tube pollinique

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Grain de pollen

ZEISS Lightsheet 7