ZEISS Lattice Lightsheet 7
製品

ZEISS Lattice Lightsheet 7

生細胞の長時間ボリュームイメージング

ZEISS Lattice Lightsheet 7を使用すると、サブセルラーレベルの分解能での生体細胞イメージングにライトシート蛍光顕微鏡を利用できるようになります。また、標準試料キャリアもそのままお使いいただけます。使いやすく自動化されたシステムが細胞を光毒性から最大限保護しつつ、数時間~数日に及ぶ細胞内構造と動態のボリュームイメージングを可能にします。これにより、未だかつてないほど細部まで生体の動態を簡単に観察できるようになります。

  • 生体試料を標準的な試料キャリアに置いて直接観察
  • 数時間から数日の生体の細胞内のダイナミクスを観察
  • 本来の比で3Dの詳細を観察
  • 生体内のイベントを逃さず捉える
  • 実験に全意識を集中

生体の細胞内動態を探る

  • ZEISS Lattice Lightsheet 7 ‐ ワークフロー

Latticeライトシート技術のメリットをすべての方に

Latticeライトシート技術のメリットをすべての方に

細胞内プロセスの研究において、低ダメージかつ高分解能のライトシートイメージングは非常に重要です。Lattice Lightsheet 7では、この最先端技術のメリットを驚くほど簡単に活用できます。通常の試料調製法を変えることなく、共焦点顕微鏡で以前から使用している試料キャリアで生体試料を観察可能です。また、複雑な位置合わせプロセスはシステム内で自動で行われるため、ユーザーは実験に集中できます。

光毒性とフォトブリーチを極限まで抑える

サブセルラーレベルの分解能で生体動態を観察し、微小構造の経時的変化を研究したいというケースはありませんか?しかしながら、従来のイメージングシステムは侵襲性が高く、観察対象を破壊してしまうため、すぐ限界に達してしまいます。一方、ZEISS Lattice Lightsheet 7では格子構造の光が感受性の高い試料に自動的に適合し、フォトブリーチと光毒性を大幅に低減させるため、数時間でも数日間でも実験を続けることができます。また、制御された培養環境と内蔵のオートイマージョンメカニズムにより、長時間無人で実験が可能です。

動画:有糸分裂中のLLC-PK1細胞。細胞はH2B-mCherry(シアン)とα-チューブリンmEGFP(マゼンタ)を発現。25時間かけて録画。

高速ボリュームイメージング

ZEISS Lattice Lightsheet 7は超高速で画像を取得するため、1秒間に最大3つのボリュームスキャンを実行できます。高時間分解能で試料全体を動的にイメージングできることから、カバーガラス上で起こっている興味深いイベントを見逃すこともありません。XYおよびZ軸での等方性の高い分解能で、試料の3D画像をイメージングし、本来の比率で細胞構造の詳細をはっきり確認できます。さらに高速レーザー切替えによって色のクロストークを最小限に抑え、最大3色をほぼ同時に使用してイメージングを実行します。

動画:Tomm 20-mEmeraldとCalreticulin-tdTomatoを過渡的にトランスフェクトしたCos-7細胞。この例では、ERがミトコンドリアを包み、ミトコンドリアの分裂を補助しています。

バックグラウンドテクノロジー

Latticeライトシート顕微鏡の原理

ライトシート顕微鏡の原理
ライトシート顕微鏡の原理
従来型(ガウシアン)ライトシート顕微鏡は、蛍光の励起と検出を2つの独立した光路に分割し、焦点面からの蛍光のみを励起することで、光学セクションを生成します。

ライトシート顕微鏡

ライトシート顕微鏡(Gaussianライトシート顕微鏡とも呼ばれる)は、一般的に、優れた高速性と低ダメージなイメージングで良く知られています。励起と検出のレンズを分離させるという画期的なコンセプトによって、試料の検出用対物レンズの焦点面にある領域だけを照明することが可能になりました。シート光を試料上で移動させ、焦点面ごとに1画像ずつ撮影することによって、焦点面以外の試料領域を照射することなく、ボリュームデータを取得することができます。

Latticeライトシート顕微鏡の原理
Latticeライトシート顕微鏡の原理
Latticeライトシート顕微鏡は、GaussianビームとBesselビームの限界を打破し、薄く、長いシート光を形成することによって、サブセルラーレベルの分解能を達成します。

Latticeライトシート顕微鏡

Latticeライトシート顕微鏡には、ライトシート顕微鏡のメリットと、共焦点レベルのほぼ等方性の分解能というメリットが組み合わされています。Latticeライトシート顕微鏡の最先端ビーム形成技術によって作成される格子(Lattice)状のライトシートは、標準的なガウシアンライトシートよりもはるかに薄く、イメージング速度を維持しつつ高い分解能が得られます。ライトシートの格子構造は、空間光変調器(SLM)により作成され、格子構造をディザリング処理してなめらかなライトシートを作成し、スキャナーを通して試料に照射します。

試料キャリアと中核になる光学系モジュールの概要図:励起用対物レンズ (1)、メニスカスレンズ (2)、自由曲面光学系を有した検出用対物レンズ (3)。(A) は、屈折率変化の補正なしの画像例、(B) は、屈折率変化の補正ありの画像例。
試料キャリアと中核になる光学系モジュールの概要図:励起用対物レンズ (1)、メニスカスレンズ (2)、自由曲面光学系を有した検出用対物レンズ (3)。(A) は、屈折率変化の補正なしの画像例、(B) は、屈折率変化の補正ありの画像例。

試料キャリアと中核になる光学系モジュールの概要図:励起用対物レンズ (1)、メニスカスレンズ (2)、自由曲面光学系を有した検出用対物レンズ (3)。(A) は、屈折率変化の補正なしの画像例、(B) は、屈折率変化の補正ありの画像例。

試料キャリアと中核になる光学系モジュールの概要図:励起用対物レンズ (1)、メニスカスレンズ (2)、自由曲面光学系を有した検出用対物レンズ (3)。(A) は、屈折率変化の補正なしの画像例、(B) は、屈折率変化の補正ありの画像例。

ZEISSにおけるLatticeライトシート顕微鏡の導入

Lattice Lightsheet 7の開発にあたりZEISSがこだわったのは、取扱いが簡単であることと、従来の試料調製法を適用できることです。また、高分解能顕微鏡用の標準の試料キャリアを使用するには倒立型顕微鏡の構成が最も重要な前提条件となります。蛍光は試料から放出され、水性の細胞培地、傾斜したガラス製カバースリップおよび水浸部分を通過してから検出用対物レンズに入射するため、倒立型顕微鏡の構成では、屈折率のミスマッチという課題が主に生じます。

優れたZEISS光学系

そこで、ZEISS独自の光学素子を検出ビームパス上に配置することでこの屈折率のミスマッチを相殺し、共焦点顕微鏡と同等の簡便さと迅速性を実現しました。

製品の特長

標準35 mmディッシュを装填した培養チャンバー。

標準35 mmディッシュを装填した培養チャンバー。

標準の試料キャリアの使用

通常の試料調製法を変えることなく、共焦点顕微鏡法で以前から使用している試料キャリアで生体試料を観察できます。ZEISS Lattice Lightsheet 7は、底部にNo. 1.5のカバースリップを用いる標準試料キャリアで使用可能です。
  • スライド
  • 35 mmディッシュ
  • チャンバースライド
  • マルチウェルプレート
ZEISS Lattice Lightsheet 7 - LED照明

低ダメージの透過照明により、試料の位置を素早く特定します。

迅速かつ低ダメージの試料の位置特定

内蔵の透過LEDと斜方検出がDICのようなコントラストを生成することで、簡単に試料の位置を特定できます。必要に応じて、透過LEDを白色からより低ダメージな照射の赤色に変えられます。さらに、長時間に及ぶ観察中に、透過光光源を組み込むことも可能です。

ZEISS Lattice Lightsheet 7 - 5軸ステージ

5軸ステージでは高精度・高速と長い駆動距離が組み合わされ、マルチウェルプレートのイメージングに適しています。

自動の試料レベリング

このシステムの特別設計である独自の5軸ステージは、X、Y、Z軸方向に移動できる上、高い精度でX軸とY軸への傾斜も可能で、キャリア寸法や試料位置のごくわずかな偏差も補正します。試料のレベリングは自動で行われ、時間のかかる手作業から解放されます。

ZEISS Lattice Lightsheet 7のビームパスの概要図。

ZEISS Lattice Lightsheet 7 - ビームパス

ZEISS Lattice Lightsheet 7のビームパスの概要図。

革新的な励起ビームパス設計によって、SLMの設定を変更することなく、迅速にレーザーラインを変えられます。その結果、ほぼ同時にマルチチャンネルデータセットを取得できるため、試料に発生するどんなイベントも見逃しません。

ZEISS Lattice Lightsheet 7のビームパスの概要図(クリックして拡大)。

すべての光学素子の自動位置合わせ

最良の画像を取得するには、Lattice Light Sheetを試料ごとに最適化しなければなりません。そのためZEISSはすべての光学素子の位置を自動で合わせることにより、時間を要する手動調整を不要にしました。革新的な励起ビームパス設計によって、SLMの設定を変更することなく、迅速にレーザーラインを変えられます。その結果、ほぼ同時にマルチチャンネルデータセットを取得できるため、試料に発生するどんなイベントも見逃しません。

ZEISS Lattice Lightsheet 7 – デュアルカメラ構成

ZEISS Lattice Lightsheet 7のデュアルカメラ構成。

2台のカメラで時間分解能を2倍に

また、革新的な励起ビームパスの設計により、複数のレーザーラインによる試料の同時励起が可能です。2台のHamamatsu ORCA-Fusionカメラと組み合わせることで、レシオメトリック実験などの様々なアプリケーションで重要となる2チャンネルの真の同時イメージングを実現します。デュアルカメラ設定では、各カメラの前にバンドパスフィルターを1つ用いることで、クロストークを最小限に抑え、スピーディーに明瞭な結果を得ることができます。

ZEISS Lattice Lightsheet 7 - 自動イマージョン

ZEISS Lattice Lightsheet 7の自動イマージョン装置。

長時間の無人実験

インキュベーション: 変化する環境条件下でも、内蔵の培養システムによって安定した培養を長時間維持することが可能です。温度、CO2およびO2の濃度、湿度を自動で制御監視し、実験中常に試料を完全な状態に保ちます。蓋にはガラス窓が付いているため、実験中いつでも簡単に素早く試料をチェックできます。

自動イマージョン: 準備として、システムのエア抜きをしてください。その後は、実験の要件に合わせて浸液が自動的に供給されます。浸液はソフトウェアが自動的に補給するため、画像取得が妨げられる心配はありません。また、菌が繁殖しないように、浸液供給容器に照明が当たらないようになっています。なお対物レンズは浸液から保護されており、浸液が過剰に供給されても濡れることはありません。

典型的なアプリケーション

典型的なアプリケーション

典型的な試料

タスク

ライブセルイメージング

  • 接着細胞
  • 浮遊細胞
  • 細胞内プロセスの高速ボリュームイメージング:オルガネラの形態および動態、オルガネラ間の相互作用、小胞輸送
  • 膜動態のボリュームイメージング
  • T細胞の移動性や活性化など免疫細胞のボリュームイメージング
  • 光毒性とフォトブリーチを最小限に抑えた、数時間~数日間にわたる生細胞の低ダメージなイメージング
  • 細胞増殖とアポトーシスアッセイ

3D細胞培養

  • スフェロイド
  • オルガノイド
  • 嚢胞
  • ハイドロゲル封入細胞
  • 直径200 µm以下のスフェロイドまたはオルガノイドのライブイメージング
  • オルガノイドの自己組織化
  • オルガノイド内部の細胞遊走および増殖
  • 細胞間相互作用、3D構成、遊走および形態のイメージング
  • ニューロン活動のin vitroイメージング

モデル小型生物

  • ゼブラフィッシュ胚
  • 線虫(C. elegans)胚
  • ショウジョウバエ胚
  • 等方性分解能で3次元の構造細部を解像
  • 胚および直径100 µm以下の小型生物の細胞と細胞内動態を高速イメージング
  • 細胞遊走、細胞間相互作用、細胞周期、小胞輸送

卵母細胞

  • 卵母細胞全体の細胞内の細部を3Dでライブイメージング

拡大試料

  • 水性ゲルで拡大した小型試料

ZEISS Lattice Lightsheet 7のアプリケーション例

ラミンB1の活動

ラミンB1は核膜に存在し、有糸分裂中、核膜の分解と再形成に関与します。これまで、有糸分裂中の細胞周期の様々な段階において、いわゆる「核膜陥入」が各種の細胞で形成されることがたびたび報告されてきました。核膜陥入は、核膜に始まり核を横断する管状構造で顕著となることがあります。この独特な構造はたびたび報告されてきましたが、これまでのほとんどの研究は固定細胞を使用したものでした。そのため、この構造の機能は、多数の仮説が立てられてはいるものの、まだ多くが明らかにされていません。

このデータセットは、Allen Institute for Cell Science(シアトル)からご提供いただいた細胞株「mEGFP-標識ラミンB1を内因的に発現するヒト誘導多能性幹細胞(AICS-0013)」を記録したものです。1.5分毎に1ボリュームでイメージングし、約8時間記録しました。全期間を通して、有糸分裂中の細胞が観察されています。ほとんどの細胞において、全細胞周期にわたり核膜陥入の形成と動態がはっきりと観察できます。

有糸分裂プロセスは極めて繊細で光感受性が高いため、そのイメージングには低ダメージ照明が不可欠です。細胞は損傷したDNAを複製しないように、励起光から損傷を受けると有糸分裂を即座に停止します。長時間にわたる有糸分裂中のイメージングには、Lattice Lightsheet 7の低ダメージイメージングと、非常に安定したシステムが必要です。高速ボリュームイメージングとほぼ等方性の分解能の組み合わせにより、試料を全角度から観察し、独自の細胞内構造を詳しく観察できます。ZEISS Lattice Lightsheet 7は、こうした困難な実験に最適なツールです。これまで不可能だったものに応用が可能となり、実際の研究において優れた操作性を実感いただけます。

最高ボリューム速度での細胞内動態

  • COS-7 cells transiently transfected with Calnexin-mEmerald and EB3-tdTomato
  • Time lapse movie showing dynamics of a U2OS cell stably expressing Actin-GFP (cytoskeleton, cyan).
  • COS-7細胞

    カルネキシン-mEmeraldとEB3-tdTomatoを過渡的にトランスフェクトしたCos-7細胞。EB3は微小管の成長端を標識し、微小管の動きの調節に必要です。カルネキシンは、小胞体のタンパク質です。7秒ごとに1ボリューム、24分間連続で撮影。イメージングボリューム:118 x 113 x 22 μm³。300タイムポイントで、401ボリュームプレーン、合計240,600枚の画像取得。

  • U2OS細胞の動態

    アクチン-GFP(細胞骨格、シアン)を安定的に発現するU2OS細胞の動態を示すタイムラプス動画。さらに細胞は、MitoTracker™ Red CMXRos(ミトコンドリア、緑)とDraq 5(核、マゼンタ)でも標識。

  • U2OS cell expressing Lifeact-tdTomato undergoing mitosis during continuous imaging.
  • COS-7 cells transfected with ER-targeted StayGold fluorescence protein.
  • U2OS細胞の有糸分裂

    Lifeact-tdTomatoを発現させたU2OS細胞。有糸分裂の観察。最大値投影法。1ボリューム(113 x 90 x 11 μm³)を2.2秒毎、2.5時間連続撮影。351ボリュームプレーン、4,000時点、合計1,404,000枚のデータ取得。

  • Stay Goldで蛍光標識したCOS-7細胞

    ER-targeted Stay Gold蛍光タンパク質でトランスフェクトしたCOS-7細胞。最大値投影法。1 msの露光時間で40分連続撮影。合計802,000枚の画像。1.1秒ごとに1ボリューム(105 x 56 x 14 µm³)。 
    試料ご提供:Miyawaki Atsushi, RIKEN Institute, Japan

  • mEmerald-Rab5aとGolgi7-tdTomatoを過渡的にトランスフェクトしたCos 7細胞。
  • mEmerald-Rab5aとGolgi7-tdTomatoを過渡的にトランスフェクトしたCos7細胞。

小胞の3Dトラッキング

mEmerald-Rab5aとGolgi7-tdTomatoを過渡的にトランスフェクトしたCos7細胞。Golgi7はゴルジおよびゴルジ小胞に関連するタンパク質で、Rab5aは初期エンドソームマーカー。等方性の高い分解能による小胞の3Dトラッキングを実現。追跡はarivis Vision4D®で実施。

  • U2OS Cells Single and Dual Cam Comparison
  • T Cell Expressing Lifeact-GFP
  • シングルカメラとデュアルカメラによるU2OS細胞の比較

    Lifeact-tdTomatoを発現し、MitoTracker Greenで染色したU2OS細胞。上段:シングルカメラ構成。下段:デュアルカメラ構成。クロストークは最小化されています。さらに、2倍の画像を取得できるため、時間分解能を2倍に向上しています。

  • Lifeact-GFPを発現したT細胞

    左:カラーコード処理したDepth Projection、右:最大値投影法 Maximum Intensity Projection。1ボリュームを2.5秒毎、1時間以上にわたって画像取得。試料ご提供:M. Fritzsche, University of Oxford, UK

信頼できる共局在解析

共局在の有無を正確に確認する場合、クロストークを排除する必要があります。しかし、シングルバンドパスフィルターを使用するということは、イメージング中にフィルターを切り替える必要があります。これにより、取得時間が遅くなり、オーバーレイすることがわかっている構造間でも大幅なシフトが発生する可能性があります。したがって、共局在の結果と観察された相互作用に確信が持てなくなります。デュアルカメラ構成により、こうしたジレンマが解消され、取得したデータとその結果の精度を向上させることが可能となります。

ミトコンドリアに局在し、常に共局在すると考えられている2種類の色素であるMitoTracker Green(緑)とMitoTracker Red CMXRos(マゼンタ)で染色したU2OSの細胞。左:シングルカメラの構成。2つのチャンネル間の撮影時間の遅延は構造の空間シフトとして現れます。右:デュアルカメラの構成。構造物は予測どおり完全にオーバーレイします。60のタイムポイントが取得されていますが、シングルカメラでは、同じ時間内に16のタイムポイントしか取得できませんでした。

  • MitoTracker Green(緑)およびMitoTracker Red CMXRos(マゼンタ)で染色したU2OS細胞。
  • MitoTracker GreenとMitoTracker Red CMXRosの蛍光強度比。
  • MitoTracker Green(緑)およびMitoTracker Red CMXRos(マゼンタ)で染色したU2OS細胞。
  • MitoTracker GreenとMitoTracker Red CMXRosの蛍光強度比。

Ratioイメージング

MitoTracker GreenとMitoTracker Red CMXRosの蛍光強度比を、ミトコンドリア膜電位を検討する目的で解析しました。これは、MitoTracker Red CMXRosの取り込みのみが膜電位に依存するためです。MitoTracker Greenに関しては、ミトコンドリア質量の測定に使用されますが、ミトコンドリア膜電位とは無関係であり、内部標準として役立てることができます。したがって、2種類の色素の蛍光比は、ミトコンドリア膜電位の相対的な指標となります。

初期発生のイメージング

卵母細胞

第II分裂中期で停止させたマウスの生きた卵母細胞。

第II分裂中期で停止させ、ミトコンドリア(シアン)、微小管(マゼンタ)、染色体(黄)を染色したマウスの生きた卵母細胞。試料ご提供:C. So, MPI Göttingen, Germany

  • Fixed mouse germinal vesicle oocytes stained for the nuclear envelope (anti-lamin, cyan), actin (phalloidin, magenta), and microtubules (anti-tubulin, yellow). The Sinc3 15 × 650 lattice light sheet was used for high-resolution imaging of microtubule and actin structures. Follow the 3D structure of the microtubules in the movie.
  • Fixed mouse germinal vesicle oocytes stained for the nuclear envelope (anti-lamin, cyan), actin (phalloidin, magenta), and microtubules (anti-tubulin, yellow). The Sinc3 100 × 1,800 lattice light sheet was used for imaging of the whole oocyte.
  • 固定したマウス卵核胞期卵母細胞

    核膜(抗ラミン、シアン)、アクチン(ファロイジン、マゼンタ)、微小管(抗チューブリン、黄)を染色したマウスの固定卵核胞期卵母細胞。微小管とアクチン構造の高分解能イメージングには、Sinc3 15 x 650 Latticeライトシートを使用しました。微小管の3D構造を動画でご覧ください。試料ご提供:C. So, MPI Göttingen, Germany

  • 固定したマウス卵核胞期卵母細胞

    核膜(抗ラミン、シアン)、アクチン(ファロイジン、マゼンタ)、微小管(抗チューブリン、黄)を染色したマウスの固定卵核胞期卵母細胞。卵母細胞全体のイメージングには、Sinc3 100 x 1,800 Latticeライトシートを使用しました。試料ご提供:C. So, MPI Göttingen, Germany

小型生物の発生

ゼブラフィッシュ、線虫、ショウジョウバエ

ゼブラフィッシュ胚:輸送mRNA分子

輸送mRNA分子をarivis Vision4D®で追跡。核の参照トラックを使用してゼブラフィッシュ胚の運動を補正し、次にmRNA分子を個別に経時的に追跡し、速度や方向性などの統計データを取得。試料ご提供:Prof. Andrew Oates, EPFL, Switzerland

  • DeltaD-YFP transgenic zebrafish embryo (Liao et al. 2016, Nature Communications). Fusion protein driven by a transgene containing the endogenous regulatory regions, expression in the tailbud and pre-somitic mesoderm. Signal visible in the cell cortex, and in puncta corresponding to trafficking vesicles (green). Nuclei in magenta. The embryo was imaged for 5 minutes constantly; one volume (150 × 50 × 90 μm3) every 8 sec.
  • High-speed movie of zebrafish embryo. Volumetric imaging of trafficking mRNA molecules (green). Nuclei are shown in magenta. Data is displayed as maximum intensity projection. One volume (86 × 80 × 12 μm3) was recorded every 2.5 sec.
  • DeltaD-YFPトランスジェニックゼブラフィッシュ胚

    DeltaD-YFPトランスジェニックゼブラフィッシュ胚(Liao et al. 2016, Nature Communications)。内因性調節領域を含む導入遺伝子により誘導される融合タンパク質で、尾芽と未分節中胚葉に発現。細胞皮質と、輸送小胞(緑)に対応する点にシグナルを確認できます。核はマゼンタで表示。胚は8秒毎に1ボリューム(150 x 50 x 90 µm³)で5分間連続で撮影。試料ご提供:Prof. Andrew Oates, EPFL, Switzerland

  • ゼブラフィッシュ胚の高速動画

    輸送mRNA分子(緑)のボリュームイメージング。核はマゼンタで表示。データは最大値投影法で表示。2.5秒毎に1ボリューム(86 x 80 x 12 µm³)で記録。試料ご提供:Prof. Andrew Oates, EPFL, Switzerland

  • C. elegans embryo stained for nuclei. The movie shows a color-coded depth projection of the embryo. The embryo was imaged for 10+ minutes constantly; one volume every 700 msec. Imaged volume: 115 × 50 × 30 μm³. A total of 101.000 images was recorded; 101 volume planes for 1000 time points. Customer sample.
  • C. elegans embryo stained for nuclei. The movie shows a color-coded depth projection of the embryo. The embryo was imaged for 19+ hrs every 5 mins and can be observed going through its normal sleep-wake cycle. Imaged volume: 115 × 50 × 30 μm³. A total of 23,836 images was recorded; 101 volume planes for 236 time points. Customer sample.
  • C. elegans embryo at the late bean stage (~400 min post fertilization) with ~560 nuclei marked with HIS-58::mCherry (magenta) and centrioles marked by GFP::SAS-7 (green). Cells in mitosis show condensed signal of HIS-58::mCherry and centrioles at spindle poles. Sample: courtesy of N. Kalbfuss, Göncy Lab, EPFL, Switzerland.
  • 核を染色した線虫(C. elegans)胚。

    核を染色した線虫(C. elegans)胚。この動画は、胚を色分け表示した深さ投影を示しています。胚は700ミリ秒毎に1ボリュームで10分間以上連続で撮影。イメージングボリューム:115 x 50 x 30 μm³。合計101,000枚の画像を記録。1,000時点で体積面101。お客様ご提供の試料。

  • 核を染色した線虫(C. elegans)胚。

    核を染色した線虫(C. elegans)胚。この動画は、胚を色分け表示した深さ投影を示しています。胚は5分毎に1ボリュームで19時間以上連続で撮影。標準的な睡眠覚醒周期を辿っているのが観察できます。イメージングボリューム:115 x 50 x 30 μm³。合計23,836枚の画像を記録。236時点で体積面101。お客様ご提供の試料。

  • 後期bean期の線虫(C. elegans)胚

    後期bean期(受精後400分未満)の線虫(C. elegans)胚。560未満の核をHIS-58::mCherry(マゼンタ)で、中心小体をGFP::SAS-7(緑)で染色。有糸分裂中の細胞が、紡錘体極にHIS-58::mCherryと中心小体の凝縮シグナルを示しています。試料ご提供:N. Kalbfuss, Göncy Lab, EPFL, Switzerland

  • GPF標識したショウジョウバエ胚の色分けされたDepth Projection。
  • この動画には、GFP標識されたショウジョウバエ胚の経時的な動きが示されています。合計91,100枚の画像を記録。100時点で体積面911。1ボリューム、15秒毎に撮影。撮影時間25分、撮影ボリューム:300 x 455 x 145 μm³。

ショウジョウバエ胚

キイロショウジョウバエは、生物医学など多くの研究分野においてモデル生物とされています。遺伝子組み換えされた多数の変異体が、研究用として提供されています。この動画には、GFP標識されたショウジョウバエ胚の経時的な動きが示されています。合計91,100枚の画像を記録。100時点で体積面911。1ボリューム、15秒毎に撮影。撮影時間25分、撮影ボリューム:300 x 455 x 145 μm3

3D細胞モデルの形成

スフェロイドとオルガノイドは器官のin vitroモデルです。はるかに小さく単純であるにもかかわらず、作製しやすいため、発生生物学者にとって器官形成を研究するための貴重なツールとされています。細胞の単層のみで構成されることが多い細胞培養とは異なり、3D構造のスフェロイド/オルガノイドの細胞は、3D細胞モデル内部での細胞遊走や細胞分化を調査できます。Latticeライトシート顕微鏡ではオルガノイドの成長と自己組織化の撮影ができます。H2B-mCherry(シアン)とα-チューブリン-mEGFP(マゼンタ)発現細胞を含むスフェロイドの3Dレンダリング画像をこちらで見ることができます。ラベルされていない細胞もあります。

成長中の植物および植物の種子のイメージング

花粉粒と花粉管

  • Pollen tube stained for mitochondria (MitoTracker Green, green) and Lysosomes (Lysotracker Red, red). Watch the pollen tube extend from the crack in the pollen grain (visualized by its autofluorescence). Mitochondria don't quite advance to the very tip of the pollen tube but stop a few microns before the tip. Rendering of the data set was performed in arivis Vision4D®. Sample: courtesy of R. Whan, UNSW, Sydney, Australia.
  • Watch mitochondrial dynamics inside the pollen tube. Mitochondria move towards the tip at the edges and back in the middle of the tube. While trafficking, mitochondria constantly fuse and divide for repair processes and to share and distribute biological molecules. Sample: courtesy of R. Whan, UNSW, Sydney, Australia.
  • 花粉粒

    ミトコンドリア(MitoTracker Green、緑)およびリソソーム(Lysotracker Red、赤)を染色した花粉管。花粉管が花粉粒の亀裂から伸びているのを観察してみましょう(自家蛍光によって可視化)。ミトコンドリアは花粉管の最先端に向かって伸び続けることはせず、先端から数ミクロン手前で停止しています。データセットのレンダリングはarivis Vision4D®で実施。試料ご提供:R. Whan, UNSW, Sydney, Australia

  • 花粉管

    花粉管内部におけるミトコンドリアの動態を観察してみましょう。ミトコンドリアは端部の先端に向かって移動し、管の中央部に戻っています。ミトコンドリアは輸送中に、修復プロセスのために、および生物分子の共有と分配のために、融合と分裂を繰り返します。試料ご提供:R. Whan, UNSW, Sydney, Australia

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    • ZEISS Lattice Lightsheet 7

      生体細胞の長時間ボリュームイメージング

      ページ: 32
      ファイルサイズ: 30 MB
    • ZEISS Lattice Lightsheet 7

      Installation Requirements (English)

      ページ: 26
      ファイルサイズ: 1 MB

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