Producto

ZEISS Lattice Lightsheet 7

Captura de imágenes volumétricas a largo plazo de células vivas

ZEISS Lattice Lightsheet 7 facilita la microscopía de fluorescencia basada en hoja de luz para la captura de imágenes de células vivas con resolución subcelular, a la vez que también le permite usar sus portamuestras estándar. Con este sistema automatizado fácil de usar, la captura de imágenes volumétricas de estructuras y dinámicas subcelulares durante horas y días con la mejor protección frente al fotodaño se convierte en algo accesible para todo el mundo. Descubra la dinámica de la vida con un nivel de detalle sin precedentes: con una facilidad que nunca había creído posible.

Examine muestras vivas directamente en sus portamuestras estándar.
Observe la dinámica subcelular de la vida durante horas e incluso días.
Revele detalles tridimensionales con sus auténticas proporciones.
No se pierda un evento interesante en su cubreobjetos.
Centre toda su atención en sus experimentos.

Descubra la dinámica subcelular de la vida

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ZEISS Lattice Lightsheet 7: flujo de trabajo

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Tecnología de hoja de luz reticular accesible para todo el mundo

La importancia de la captura de imágenes delicada con hoja de luz a alta resolución para el estudio de procesos subcelulares es inestimable. Con Lattice Lightsheet 7, ZEISS simplifica enormemente los beneficios de esta avanzada tecnología. No tendrá que adaptarse a la preparación habitual de las muestras y podrá examinar especímenes vivos directamente sobre los portamuestras estándar que ya utiliza para la microscopía confocal. En este sistema, los procesos de alineación complejos se realizan automáticamente para que pueda centrar toda su atención en sus experimentos.

Prácticamente sin fototoxicidad ni blanqueamiento

Usted desea observar la dinámica de la vida con resolución subcelular para estudiar cómo cambian con el tiempo las estructuras más pequeñas, pero sus sistemas convencionales de captura de imágenes rápidamente alcanzan sus límites, ya que son demasiado invasivos y destruyen lo que se está observando. En su lugar, ZEISS Lattice Lightsheet 7 proporciona luz estructurada en forma reticular que se adapta automáticamente a sus muestras sensibles, lo que da lugar a una enorme reducción del fotoblanqueo y la fototoxicidad y permite que sus experimentos continúen durante horas e incluso días. El entorno de incubación controlado y un mecanismo de autoinmersión integrado permiten realizar experimentos sin supervisión durante un tiempo prolongado.

_{Vídeo: Célula LLC-PK1 en proceso de mitosis. Células que expresan H2B-mCherry (cian) y α-tubulina mEGFP (magenta), captadas durante un periodo de 25 horas.}

Captura de imágenes volumétricas de alta velocidad

La captura de imágenes extremadamente rápida de ZEISS Lattice Lightsheet 7 permite hasta tres escaneos de volumen por segundo. Gracias a la captura de imágenes dinámicas de todo el volumen de la muestra con esta elevada resolución temporal, no se volverá a perder un evento interesante en su cubreobjetos. La resolución casi isotrópica a lo largo de los ejes X, Y y Z le ofrece una imagen tridimensional de su muestra que revela detalles estructurales con sus proporciones auténticas. El rápido cambio del láser le permite captar imágenes usando hasta tres colores de forma prácticamente simultánea, con mínima diafonía cromática.

_{Vídeo: Célula COS-7 transfectada de forma pasajera con Tomm20-mEmerald y Calreticulin-tdTomato. El ejemplo muestra cómo el RE envuelve las mitocondrias y ayuda en la fisión mitocondrial.}

La tecnología que hay detrás

El principio de la microscopía basada en hoja de luz reticular

Principio de la microscopía de lámina de luz — La microscopía de lámina de luz convencional (gaussiana) divide la excitación y la detección de fluorescencia en dos trayectorias de luz separadas, lo cual permite generar una sección óptica inherente mediante la excitación de la fluorescencia únicamente desde el plano enfocado.

Microscopía basada en hoja de luz

También se denomina microscopía basada en hoja de luz gaussiana, y en general es bien conocida por sus condiciones de captura delicada de imágenes con velocidad de captura superior. El innovador concepto de desacoplar la excitación y la detección permite iluminar únicamente la parte de la muestra que está en el plano focal de la lente del objetivo de detección. Al mover la hoja con respecto a la muestra y registrar una imagen por plano focal, puede captar datos volumétricos sin exponer las áreas de la muestra desenfocadas.

Principio de la microscopía de lámina de luz reticular — La microscopía de lámina de luz reticular supera las limitaciones de los haces gaussianos y los haces de Bessel mediante la generación de láminas de luz largas y finas para lograr una resolución subcelular.

Microscopía basada en hoja de luz reticular

Combina las ventajas de la microscopía basada en hoja de luz con una resolución casi isotrópica en el rango confocal. La avanzada tecnología moldeadora del haz crea hojas de luz de forma reticular que son significativamente más finas que las hojas de luz gaussianas estándar y, por tanto, ofrece una mejor resolución a velocidades de captura comparables. La estructura reticular de la hoja de luz se crea usando un modulador de luz espacial (SLM), que después se proyecta sobre la muestra tras pasar por escáneres que difuminan la estructura reticular para crear una hoja de luz lisa.

Esquema del portamuestras y del módulo óptico central con objetivo de excitación (1), lente menisco (2) y objetivo de detección con óptica de forma libre (3). Los ejemplos muestran la captura de imágenes sin corrección de los cambios del índice de refracción (A) y con ella (B).

Implementación de la microscopía basada en hoja de luz reticular de ZEISS

Durante el desarrollo de Lattice Lightsheet 7, ZEISS prestó especial atención a la facilidad de uso y la compatibilidad con técnicas convencionales de preparación de muestras. Una configuración inversa es el requisito previo más importante para permitir el uso de portamuestras estándar para microscopía de alta resolución. Los principales desafíos que plantea una configuración inversa son las disparidades del índice de refracción, ya que la fluorescencia se emite desde la muestra, atraviesa los medios acuosos del cultivo celular, un cubreobjetos inclinado de cristal y la inmersión en agua, y después llega al objetivo de detección.

Óptica ZEISS sin igual

Los elementos ópticos especiales y patentados de ZEISS en la trayectoria del haz de detección compensan las disparidades del índice de refracción y le permiten captar imágenes de las muestras de forma tan fácil y rápida como con un microscopio confocal.

Características del producto

Cámara de incubación cargada con una placa estándar de 35 mm.

Uso de portamuestras estándar

No tendrá que adaptarse a la preparación habitual de las muestras y podrá examinar muestras vivas directamente sobre los portamuestras que ya utiliza para la microscopía confocal. ZEISS Lattice Lightsheet 7 se puede usar con todos los portamuestras estándar que incluyen un cubreobjetos n.º 1.5 para la parte inferior:

Portas
Placas de 35 mm
Portas con cámaras
Placas de múltiples pocillos

ZEISS Lattice Lightsheet 7: iluminación LED — La suave iluminación por transmisión garantiza la rápida localización de su muestra.

Ubicación de la muestra rápida y delicada

Gracias a los LED de transmisión integrados y a la detección oblicua que proporciona un contraste tipo DIC, puede ubicar su muestra fácilmente. Cambie de LED de transmisión blancos a rojos para una iluminación más suave en caso necesario. Y puede optar por incluir iluminación de luz transmitida durante las observaciones a largo plazo.

ZEISS Lattice Lightsheet 7: platina de 5 ejes — La platina de 5 ejes combina la máxima precisión y velocidad con un gran rango de desplazamiento para la adquisición de imágenes de placas multipocillo.

Nivelado automático de la muestra

La platina única de 5 ejes, diseñada específicamente para este sistema, no solo permite el movimiento a lo largo de los ejes X, Y y Z, sino también la inclinación con la máxima precisión en X e Y, compensando incluso las desviaciones más pequeñas en las dimensiones del portador o la posición de la muestra. El nivelado de su muestra se realiza automáticamente, lo cual le evita tediosos procedimientos manuales.

Esquema de la trayectoria del haz de ZEISS Lattice Lightsheet 7 — El innovador diseño de la trayectoria del haz de excitación permite un cambio rápido de las líneas de láser sin tener que reprogramar el SLM. Esto permite la adquisición prácticamente simultánea de conjuntos de datos multicanal para que no se pierda ningún evento que se produzca en su muestra.

Alineación automática de todos los elementos ópticos

Para obtener los mejores resultados de captura de imágenes, la hoja de luz reticular se debe adaptar a cada muestra. Por ello, ZEISS ha implementado la alineación automática de todos los elementos ópticos para eliminar los laboriosos ajustes manuales. El innovador diseño de la trayectoria del haz de excitación permite un cambio rápido de las líneas de láser sin tener que reprogramar el SLM. Esto permite la adquisición prácticamente simultánea de conjuntos de datos multicanal para que no se pierda ningún evento que se produzca en su muestra.

ZEISS Lattice Lightsheet 7: configuración de cámara doble — Configuración de cámara doble de ZEISS Lattice Lightsheet 7.

Doble resolución temporal con dos cámaras

El innovador diseño de la trayectoria del haz de excitación permite la excitación simultánea de la muestra con múltiples líneas de láser. Combinado con dos cámaras Hamamatsu ORCA-Fusion, permite la captura realmente simultánea de imágenes en dos canales, lo cual es fundamental para una gama de aplicaciones como los experimentos radiométricos. Una configuración de cámara doble también le permite usar filtros de paso de banda individuales delante de cada cámara para minimizar la diafonía y lograr los resultados más limpios sin afectar a la velocidad.

ZEISS Lattice Lightsheet 7: autoinmersión — Equipo de autoinmersión ZEISS Lattice Lightsheet 7.

Experimentos sin supervisión a largo plazo

Incubación: Un sistema de incubación integrado proporciona estabilidad a largo plazo en condiciones ambientales variables. El microscopio controla y monitoriza automáticamente la temperatura, los niveles de CO₂ y O₂, y la humedad para preservar la integridad de la muestra durante los experimentos. La tapa con ventana de cristal permite el acceso rápido y fácil a la muestra para facilitar su inspección durante una serie experimental.

Autoinmersión: Prepare el sistema para liberar aire y, a continuación, se liberará automáticamente una cantidad de medios de inmersión adaptada a las necesidades de sus experimentos. La reposición de los medios de inmersión se controla mediante software, así que no tendrá que preocuparse por interferir en la captura de las imágenes. El depósito está protegido de la iluminación para mantener a raya el crecimiento bacteriano. Los objetivos se protegen frente al suministro de inmersión, por lo que permanecen secos, incluso si se aplica un exceso de medios de inmersión.

Aplicaciones típicas

Aplicación típica	Muestras habituales	Tareas
Captura de imágenes de células vivas	Células adherentes Células en suspensión	Captura de imágenes volumétricas de procesos subcelulares con alta velocidad: morfología y dinámica de orgánulos, interacciones entre orgánulos, tráfico de vesículas Captura de imágenes volumétricas de la dinámica de la membrana Captura de imágenes volumétricas de células inmunitarias, p. ej. de la movilidad y la activación de las células T Captura de imágenes delicadas de células vivas durante horas o hasta días con mínima fototoxicidad y fotoblanqueo Ensayos de apoptosis y proliferación celular
Cultivo de células en 3D	Esferoides Organoides Quistes Células en hidrogel	Captura de imágenes en directo de esferoides u organoides con diámetros de hasta 200 μm Autoorganización de organoides Migración y proliferación de células dentro de organoides Captura de imágenes de interacciones entre células, organización en 3D, migración y morfología Captura de imágenes in vitro de actividad neuronal
Organismos pequeños en evolución	Embriones de pez cebra Embriones de C. elegans Embriones de Drosophila	Resolución de detalles estructurales en 3D con resolución prácticamente isotrópica Rápida captura de imágenes de dinámica celular y subcelular en embriones y organismos pequeños de hasta 100 μm de diámetro Migración de células, interacción entre células, ciclo celular, tráfico de vesículas
Ovocitos		Captura de imágenes en directo de ovocitos enteros en 3D con detalle subcelular
Muestras ampliadas		Muestras pequeñas expandidas en gel de base acuosa

ZEISS Lattice Lightsheet 7 en funcionamiento

Lamina B1 en acción

La lamina B1 se localiza en el envoltorio nuclear y está implicada en el desensamblaje y la nueva formación de la envoltura nuclear durante la mitosis. La formación de las llamadas «invaginaciones nucleares» se ha notificado con frecuencia para muchos tipos celulares diferentes durante eventos mitóticos en diferentes estadios del ciclo celular. Las invaginaciones nucleares pueden manifestarse como estructuras tubulares que se extienden desde el envoltorio nuclear y cruzan el núcleo. Aunque estas estructuras únicas se han notificado con frecuencia, la mayor parte de la investigación hasta ahora se ha realizado con células fijadas. En consecuencia, la función de estas estructuras es muy desconocida, incluso a pesar de que se han propuesto muchas hipótesis.

Este conjunto de datos se registró con una línea celular del Allen Institute for Cell Science en Seattle: células madre pluripotentes inducidas humanas que expresan de forma endógena lamina B1 marcada con mEGFP (AICS-0013). El experimento nocturno se grabó durante casi 8 horas con un volumen captado cada 1,5 min. Las células sometidas a mitosis se pueden observar durante toda la grabación. La formación y la dinámica de las invaginaciones nucleares se pueden observar con claridad en la mayoría de las células, durante todo el ciclo celular.

Una iluminación suave es fundamental para la captura de imágenes de la mitosis, ya que este proceso es muy delicado y muy sensible a la luz. Para prevenir la replicación del ADN dañado, las células detienen la mitosis en cuanto hay daño por la luz de excitación. Para captar eventos mitóticos durante periodos de tiempo más prolongados, se requiere la delicadeza de la captura de imágenes de Lattice Lightsheet 7 y un sistema extremadamente estable. La captura rápida de imágenes volumétricas en combinación con una resolución casi isotrópica permite mirar la muestra desde cualquier ángulo e investigar estructuras subcelulares únicas en cada detalle. ZEISS Lattice Lightsheet 7 es la herramienta perfecta para experimentos complejos como este. Las aplicaciones que antes eran imposibles ahora se hacen realidad, y gracias a la facilidad de uso, también pueden hacerse realidad para su investigación.

Dinámica subcelular con la máxima velocidad volumétrica

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Célula COS-7

Células COS-7 transfectadas de forma pasajera con Calnexin-mEmerald y EB3-tdTomato. EB3 marca los extremos en crecimiento de los microtúbulos y es necesario para la regulación de la dinámica de los microtúbulos. La calnexina es una proteína del RE, donde se sintetizan las proteínas. Un volumen cada 7 segundos, captura de imágenes continua durante 24 min. Volumen captado: 118 × 113 × 22 μm3. 240 600 imágenes, 401 planos de volumen para 300 puntos temporales.
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Dinámica de células U2OS

Película de cámara rápida que muestra la dinámica de una célula U2OS que expresa de forma estable actina-GFP (citoesqueleto, cian). Las células también se marcaron con MitoTracker™ Red CMXRos (mitocondrias, verde) y Draq 5 (núcleo, magenta).

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Mitosis de célula U2OS

Célula U2OS que expresa Lifeact-tdTomato en proceso de mitosis durante una captura de imágenes continua. Proyección de máxima intensidad. La célula se captó constantemente durante 2,5 horas; un volumen (113 × 90 × 11 μm³) cada 2,2 segundos. Se captaron un total de 1404 000 imágenes; 351 planos de volumen para 4000 puntos de tiempo.
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COS-7 Staygold

Células COS-7 transfectadas con proteína de fluorescencia StayGold dirigida al RE. Proyección de máxima intensidad. Captado con un tiempo de exposición de 1 ms durante 40 min de forma continua. 802 000 imágenes en total. Un volumen (105 × 56 × 14 µm³) por 1,1 segundos.
Muestra cortesía de: Miyawaki Atsushi, Instituto RIKEN, Japón

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Seguimiento de vesículas en 3D

Células Cos7 transfectadas de forma pasajera con mEmerald-Rab5a y Golgi7-tdTomato. Golgi7 es una proteína asociada al Complejo de Golgi y las vesículas de Golgi. Rab5a es un marcador endosómico temprano. El seguimiento de vesículas en 3D con resolución casi isotrópica se ha hecho realidad. El seguimiento se realizó en arivis Vision4D^®.

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Comparación de cámara dual e individual de células U2OS

Células U2OS que expresan Lifeact-tdTomato y teñidas con MitoTracker Green. Fila superior: configuración de cámara individual. Fila inferior: configuración de cámara doble. Se minimiza la diafonía. Además, se pueden captar el doble de imágenes, lo que da lugar a una duplicación de la resolución temporal.
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Célula T con expresión de Lifeact-GFP

Proyección de profundidad codificada por colores y proyección de máxima intensidad una al lado de la otra. La célula T se captó constantemente durante 1 hora; un volumen cada 2,5 segundos. Muestra: cortesía de M. Fritzsche, Universidad de Oxford, Reino Unido.

Investigación fiable de colocalización

Si lo que quiere es investigar la colocalización, no puede permitirse nada de diafonía para tener la seguridad de que la colocalización observada es real. Sin embargo, la elección de usar filtros de un solo paso de banda implica que necesita cambiar los filtros durante la captura de imágenes y esto ralentiza la captura lo suficiente como para provocar un cambio significativo entre estructuras que sabe que se deberían superponer. Por tanto, no puede estar seguro de los resultados de colocalización y de las interacciones observadas. Una configuración de cámara doble resuelve este dilema, dándole la confianza en los datos captados y en los resultados que puede extraer de ellos.

Células U2OS teñidas con MitoTracker Green (verde) y MitoTracker Red CMXRos (magenta), dos colorantes que localizan mitocondrias y, por tanto, siempre deben colocalizar. Izquierda: configuración de cámara individual. Un retraso en el tiempo de grabación entre los dos canales se manifiesta como un cambio espacial de las estructuras. Derecha: configuración de cámara doble. Las estructuras se solapan completamente, como era de esperar. Se captaron 60 puntos temporales con una cámara individual, solo se pudieron captar 16 puntos temporales en el mismo tiempo.

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Célula U2OS teñida con MitoTracker Green (verde) y MitoTracker Red CMXRos (magenta).
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Proporción de intensidad de fluorescencia de MitoTracker Green y MitoTracker Red CMXRos.

Experimentos radiométricos

Se analizó la proporción de intensidad de fluorescencia de MitoTracker Green y MitoTracker Red CMXRos para investigar el potencial de la membrana mitocondrial, ya que solo la absorción de MitoTracker Red CMXRos depende del potencial de la membrana; MitoTracker Green es una medida de la masa mitocondrial, pero es independiente del potencial de la membrana mitocondrial y puede servir como referencia interna. Por tanto, la proporción de fluorescencia de los dos colorantes es una medida relativa del potencial de la membrana mitocondrial.

Vida en desarrollo en estadios tempranos

Ovocitos

Ovocitos de ratón vivos detenidos en metafase II

Ovocitos de ratón vivos detenidos en metafase II y teñidos para mitocondrias (cian), microtúbulos (magenta) y cromosomas (amarillo). Muestra: cortesía de C. So, MPI Göttingen, Alemania.

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Ovocitos fijados de la vesícula germinal de ratón

Ovocitos fijados de la vesícula germinal de ratón para la envoltura nuclear (antilamina, cian), actina (faloidina, magenta) y microtúbulos (antitubulina, amarillo). La hoja de luz reticular Sinc3 15 × 650 se utilizó para la captura de imágenes de alta resolución de microtúbulos y estructuras de actina. Siga la estructura en 3D de los microtúbulos en la película. Muestra: cortesía de C. So, MPI Göttingen, Alemania.
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Ovocitos fijados de la vesícula germinal de ratón

Ovocitos fijados de la vesícula germinal de ratón para la envoltura nuclear (antilamina, cian), actina (faloidina, magenta) y microtúbulos (antitubulina, amarillo). La hoja de luz reticular Sinc3 100 × 1800 se utilizó para la captura de imágenes de todo el ovocito. Muestra: cortesía de C. So, MPI Göttingen, Alemania.

Vida en desarrollo de pequeños organismos en evolución

Pez cebra, C.elegans, Drosophila

Embrión de pez cebra: tráfico de moléculas de ARNm

Se hizo un seguimiento del tráfico de moléculas de ARNm en arivis Vision4D®. Primero se corrigió el movimiento del embrión de pez cebra usando una pista de referencia del núcleo. Se hizo un seguimiento de las moléculas individuales de ARNm con el tiempo para dar estadísticas como la velocidad y la direccionalidad. Muestra: cortesía del Prof. Andrew Oates, EPFL, Suiza.

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Embrión de pez cebra transgénico DeltaD-YFP

Embrión de pez cebra transgénico DeltaD-YFP (Liao et al. 2016, Nature Communications). Proteína de fusión impulsada por un transgén que contiene regiones reguladoras endógenas, expresión en el brote de la cola y el mesodermo presomítico. Señal visible en la corteza celular y en los puntos correspondientes al tráfico de vesículas (verde). Núcleos en magenta. Se captaron imágenes del embrión constantemente durante 5 minutos; un volumen (150 × 50 × 90 μm3) cada 8 segundos. Muestra: cortesía del Prof. Andrew Oates, EPFL, Suiza.
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Película de alta velocidad del embrión del pez cebra

Captura de imágenes volumétricas del tráfico de moléculas de ARNm (verde). Los núcleos se muestran en magenta. Los datos se muestran como proyección de máxima intensidad. Se grabó un volumen (86 × 80 × 12 μm3) cada 2,5 segundos. Muestra: cortesía del Prof. Andrew Oates, EPFL, Suiza.

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Embrión de C. elegans con tinción para núcleos

Embrión de C. elegans con tinción para núcleos. La película muestra una proyección de profundidad del embrión codificada por colores. Se captaron imágenes del embrión constantemente durante más de 10 minutos; un volumen cada 700 mseg. Volumen captado: 115 × 50 × 30 μm³. Se captaron un total de 101 000 imágenes; 101 planos de volumen para 1000 puntos de tiempo. Muestra de cliente.
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Embrión de C. elegans con tinción para núcleos

Embrión de C. elegans con tinción para núcleos. La película muestra una proyección de profundidad del embrión codificada por colores. Se captaron imágenes del embrión durante más de 19 horas cada 5 minutos y se puede observar durante su ciclo normal de sueño-vigilia. Volumen captado: 115 × 50 × 30 μm³. Se captaron un total de 23 836 imágenes; 101 planos de volumen para 236 puntos de tiempo. Muestra de cliente.
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Embrión de C. elegans en el estadio de alubia tardía

Embrión de C. elegans en el estadio de alubia tardía (~400 min tras la fertilización) con ~560 núcleos marcados con HIS-58::mCherry (magenta) y centriolos marcados con GFP::SAS-7 (verde). Células en mitosis que muestran una señal condensada de HIS-58::mCherry y centriolos en los polos del huso. Muestra: cortesía de N. Kalbfuss, Göncy Lab, EPFL, Suiza.

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Embrión de Drosophila

Drosophila melanogaster es un organismo modelo en muchos campos de investigación, como la investigación biomédica. Los investigadores disponen de muchas variantes genéticamente modificadas. Este vídeo muestra un embrión de Drosophila con marcado GFP moviéndose con el tiempo. Se captaron un total de 91 100 imágenes; 911 planos de volumen para 100 puntos de tiempo. Un volumen, cada 15 segundos; duración de la captura de imágenes 25 min, volumen de captura de imágenes: 300 × 455 × 145 μm³.

Desarrollo de modelos celulares en 3D

Los esferoides y organoides son modelos in vitro de órganos, mucho más pequeños y simples, pero fáciles de producir y, por tanto, son una herramienta muy valiosa para que los biólogos del desarrollo puedan estudiar el desarrollo de órganos. A diferencia de los cultivos celulares, que normalmente solo constan de una monocapa de células, las células en esferoides/organoides forman estructuras tridimensionales que permiten la investigación de la migración celular y la diferenciación dentro de los modelos celulares en 3D. Con la microscopía basada en hoja de luz reticular, la captura de imágenes del desarrollo y la autoorganización de los organoides se hace realidad. Aquí podemos ver un renderizado en 3D de un esferoide compuesto por células que expresan H2B-mCherry (cian) y α-tubulina-mEGFP (magenta). No todas las células están marcadas.

Plantas en desarrollo y semillas de plantas

Grano de polen y tubo polínico

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Grano de polen

Tubo polínico teñido para mitocondrias (MitoTracker Green, verde) y lisosomas (Lysotracker Red, rojo). Observe cómo el tubo polínico se extiende desde la grieta en el grano de polen (visualizado mediante su autofluorescencia). Las mitocondrias no avanzan hasta la punta del tubo polínico, sino que se detienen unas pocas micras antes de la punta. El renderizado del conjunto de datos se realizó en arivis Vision4D^®. Muestra: cortesía de R. Whan, UNSW, Sídney, Australia.
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Tubo polínico

Observe la dinámica mitocondrial dentro del tubo polínico. Las mitocondrias se mueven hacia la punta en los bordes y hacia atrás en el centro del tubo. Durante el tráfico, las mitocondrias se fusionan y dividen constantemente para procesos de reparación y para compartir y distribuir moléculas biológicas. Muestra: cortesía de R. Whan, UNSW, Sídney, Australia.

Aplicaciones relacionadas

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Microscopía basada en hoja de luz

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Uso de portamuestras estándar

Ubicación de la muestra rápida y delicada

Nivelado automático de la muestra

ZEISS Lattice Lightsheet 7: trayectoria del haz

Alineación automática de todos los elementos ópticos

Doble resolución temporal con dos cámaras

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Experimentos radiométricos

Vida en desarrollo en estadios tempranos

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Embrión de Drosophila

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Plantas en desarrollo y semillas de plantas

Grano de polen y tubo polínico

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Grano de polen

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