Microscopie à feuillet de lumière en treillis dans la recherche en sciences de la vie – Exemples récents de la communauté scientifique
Application de la technologie

La microscopie à feuillet de lumière en treillis pour la recherche en sciences de la vie

Découvrez des exemples d'applications récentes présentés par la communauté scientifique.

En 2020, la présentation de ZEISS Lattice Lightsheet 7 à la communauté scientifique a marqué une étape importante dans le développement des techniques de microscopie pour l'étude de la vie. Pour la première fois, les biologistes ont pu observer des processus biologiques subcellulaires sur des périodes plus longues, grâce à une technologie d'imagerie avancée dans un appareil intuitif visant une accessibilité maximale.

Des groupes de recherche dans le monde entier ont désormais testé cette technologie et peuvent partager de premiers résultats. Découvrez ici un large éventail d'applications qui bénéficient de la microscopie à feuillet de lumière en treillis, ainsi que les résultats impressionnants que seul ZEISS Lattice Lightsheet 7 peut atteindre :

Signatures d'expression génétique dans des embryons de souris en développement

Comprendre les processus initiaux du développement de la vie

Les deux images montrent un embryon de souris fixe au jour 3,5, au diamètre d'environ 60 µm. Disque rotatif : l'échantillon est coloré pour le gamma-H2AX et l'ADN répliquant marqué à l'EdU ; ZEISS Lattice Lightsheet 7 : l'échantillon est coloré contre gamma-H2AX et DRAQ5.

Avec l'aimable autorisation de : T. Olbrich et M. Kruhlak, National Cancer Institute, National Institutes of Health, États-Unis.

En succession rapide, l'embryon de souris préimplantatoire subit une série de divisions cellulaires impliquant deux décisions critiques concernant le destin des cellules. Ces décisions influent sur la complexité et l'architecture de l'embryon en développement. Comprendre comment les cellules embryonnaires limitent biomoléculairement leur potentiel de développement précoce et favorisent l'engagement cellulaire spécifique permet d'obtenir des informations clés sur la plasticité du cancer et pourrait améliorer les protocoles de fécondation.

Défis

Pendant la transition de l'épiblaste naïf à un état pluripotent, plus de 100 cellules sont organisées en un embryon de souris préimplantatoire d'un diamètre d'environ 60-80 µm. Pour examiner les changements dans l'expression des gènes au cours de cette transition, des échantillons vivants et fixés sont imagés à différents moments à l'aide d'un microscope confocal à disque rotatif. L'analyse volumétrique des profils d'expression cellulaire apporte la preuve de l'existence de mécanismes moléculaires régulant le développement des embryons de souris préimplantatoires.

Pour déterminer quelles cellules expriment des marqueurs cellulaires spécifiques et comment elles sont organisées les unes par rapport aux autres, une imagerie volumétrique des embryons préimplantatoires par microscopie confocale est nécessaire. À ce stade, les embryons sont sensibles aux changements de l'environnement de croissance, à l'intégrité structurelle et à la phototoxicité. Pour éviter tout changement aberrant dans le phénotype de développement, les embryons ne peuvent pas être pressés contre la vitre de couverture et doivent être imagés rapidement et avec une faible phototoxicité. La seule option disponible est donc, dans ce cas, d'utiliser la microscopie confocale à disque rotatif. En effet, cette méthode d'imagerie répond à la nécessité d'une faible phototoxicité et permet presque d'atteindre la vitesse requise. Toutefois, elle souffre d'une perte spectaculaire de l'intensité du signal lorsque la profondeur d'imagerie augmente dans les embryons. Par conséquent, il n'est généralement pas possible d'imager plus de la moitié de la profondeur des échantillons.

Solution

Le microscope ZEISS Lattice Lightsheet 7 a permis d'imager toute la profondeur des embryons, sans ou avec peu de phototoxicité, à la vitesse requise pour éviter les artefacts de mouvement et avec une perte minimale de l'intensité du signal. En outre, l'imagerie volumétrique des embryons avec ZEISS Lattice Lightsheet 7 a permis une résolution quasi isotrope pour une représentation plus précise de l'organisation cellulaire au sein de l'embryon. Cette technologie d'imagerie nous permettra de mesurer les signatures d'expression génique au cours de cette étape cruciale du développement embryonnaire.

Paramètres d'acquisition

Volume d'acquisition : 230 µm x 124 µm x 94 µm, temps d'exposition de 30 ms, 30 x 1000 feuillets de lumière en treillis, deux canaux.

Cardiomyocytes dérivés de cellules souches vivantes

Étude des maladies cardiovasculaires à l'aide de cellules cardiaques battantes

Cette vidéo montre des cellules cardiaques battantes dérivées de cellules souches pluripotentes induites (iPSC) colorées avec SiR-Hoechst pour marquer l'ADN, acquises avec ZEISS Lattice Lightsheet 7.

Avec l'aimable autorisation de : Y. Taniguchi, Université de Kyoto, Japon.

Le laboratoire Taniguchi se concentre sur le développement de nouvelles technologies en tirant parti des forces résultant de la combinaison de plusieurs disciplines académiques, notamment la biologie, la chimie, la physique, la médecine et l'informatique. Son approche pluridisciplinaire et son expertise lui permettent de collaborer avec de nombreux groupes de recherche de l'université de Kyoto. Dans l'un de ses projets, les cardiomyocytes vivants dérivés de cellules souches pluripotentes induites (iPSC) sont étudiés en tant qu'outil précieux pour la recherche cardiovasculaire. Ils peuvent être utilisés afin de modéliser les maladies cardiovasculaires, accélérer les tests de médicaments et faire progresser les thérapies régénératives potentielles.

 

Défis

La microscopie confocale conventionnelle ne peut pas imager l'ensemble du modèle cellulaire 3D avec une résolution temporelle supérieure à la fréquence de battement.

Solution

La capacité du ZEISS Lattice Lightsheet 7 à réaliser une imagerie volumétrique rapide avec une résolution subcellulaire peut être utilisée pour étudier les variations tissulaires, entre autres la contractilité et la viabilité cellulaires.

Paramètres d'acquisition

Un volume toutes les 1,26 sec, 48 vol/min pendant 1 min, volume imagé : 300 µm x 435 µm x 125 µm, incrément de 2 µm, 126 plans par volume, temps d'exposition de 1 ms, 100 x 1800 feuillets de lumière en treillis.

Cônes de croissance axonale sur des structures grillagées complexes

Mieux comprendre le développement et le dysfonctionnement des neurones

Vous voyez ici une culture dispersée de neurones corticaux de souris cultivés sur un polymère cyclo-oléfine (COP) de 200 µm d'épaisseur avec une structure en grille. Les neurones sont marqués avec mScarlet (cytosol) et Lyn-tailed-EGFP (membrane plasmique).

Avec l'aimable autorisation de : M. Kengaku, Université de Kyoto, Kyoto, Japon.

Les cônes de croissance axonaux explorent l'environnement et déterminent la direction de la croissance neuronale. L'étude du mouvement dynamique des neurones en développement permet de mieux comprendre le développement et le dysfonctionnement des neurones dans les maladies neurologiques et neurodégénératives.

Défis

Les cellules sont cultivées sur un polymère cyclo-oléfine (COP) avec une structure en grille afin d'observer la progression des cônes de croissance le long de la grille. Les cônes de croissance sont extrêmement sensibles à la lumière et commencent à rétrécir en cas de surexposition à la lumière d'excitation. En outre, la structure en grille du COP pose de nombreux défis aux systèmes d'imagerie traditionnels. Des artefacts de double image peuvent être observés lors de l'utilisation d'un confocal à balayage laser traditionnel. Le COP a également un indice de réfraction de 1,53, alors que le verre a un indice de réfraction de 1,52, et l'épaisseur du fond du COP est de 200 µm ; ces paramètres peuvent entraîner un flou sur l'image.

Solution

ZEISS Lattice Lightsheet 7 est capable de relever ces défis. En orientant la structure de la grille parallèlement au feuillet de lumière en treillis et en ajustant l'optique de forme libre spécifique à Lattice Lightsheet 7, la double image peut être supprimée. En outre, les manipulations douces que permet ZEISS Lattice Lightsheet 7 en font l'outil idéal pour étudier le mouvement dynamique des neurones en développement en 4D avec une haute résolution spatio-temporelle sans les perturber avec trop de lumière.

Paramètres d'acquisition

Un volume toutes les 15 sec, 21 volumes en 5 min, volume imagé : 78 µm x 44 µm x 22 µm, incrément de 0,3 µm, 134 plans par volume, temps d'exposition de 20 ms, 30 x 1000 feuillets de lumière en treillis, deux canaux.

Colonies de cellules souches pluripotentes humaines

Un outil prometteur pour la médecine régénérative

Ci-contre, des organoïdes de moelle épinière dérivés de cellules souches embryonnaires humaines dans un milieu de culture cellulaire et des jonctions serrées marquées EGFP. Le mCherry nucléaire et la SiR-actine sont étiquetés dans le matrigel par un colorant rouge lointain.

Ce time-lapse montre des colonies de cellules souches pluripotentes humaines (hPSC) exprimant la protéine de jonction serrée 1 fusionnée à la protéine fluorescente verte (TJP1-GFP). Ces colonies se replient en sphères creuses tridimensionnelles en réponse à l'ajout de matrice extracellulaire. Dans ce cas, le processus de pliage est visualisé par un rapporteur de jonctions serrées, qui se localisent sur le côté apical des hPSC épithéliales.

Avec l'aimable autorisation de : G. Anand, S. Ramanathan, Université de Harvard, États-Unis.

Le laboratoire Ramanathan cherche à comprendre la prise de décision par les cellules et les organismes. L'un de ses axes de recherche relève des décisions en matière de développement des cellules souches multipotentes afin de modeler les tissus complexes du corps humain. Les cellules souches pluripotentes humaines constituent un outil précieux pour étudier la différenciation cellulaire. Elles peuvent se renouveler indéfiniment et se transformer en tous autres types de cellules de l'organisme : leur potentiel de remplacer les cellules endommagées ou malades en fait un outil prometteur pour la médecine régénérative.

Défis

Lors d'expériences précédentes utilisant la microscopie confocale, des problèmes de photoblanchiment et de phototoxicité ont entravé la collecte des données.

Solution

ZEISS Lattice Lightsheet 7 a permis l'imagerie volumique des sphères afin de suivre les divisions et les réarrangements cellulaires.

Paramètres d'acquisition

Un volume toutes les 10 min pendant 16 h, 97 volumes ont été enregistrés, volume imagé : 520 µm x 540 µm x 32 µm, temps d'exposition de 12 ms, 100 x 1800 feuillets de lumière en treillis.

Nous souhaitions évaluer la capacité de ZEISS Lattice Lightsheet 7 à résoudre les problèmes de photoblanchiment et de phototoxicité que nous rencontrions avec la microscopie confocale conventionnelle lorsque nous tentions d'imager nos lignées de cellules rapporteuses fluorescentes à une haute résolution temporelle. Nous avons été agréablement surpris par la capacité de cet instrument à capturer les mouvements dynamiques des cellules à des échelles de temps inférieures à 5 minutes. Nous remercions ZEISS pour cette opportunité d'imager nos échantillons avec ces nouvelles technologies ZEISS.

Giridhar Anand

Laboratoire Ramanathan, Université de Harvard, États-Unis

Événements mitotiques avec détails subcellulaires

Étude des liens possibles entre les mitochondries et le cytosquelette d'actine

Cette vidéo montre des cellules HeLa exprimant LifeAct-GFP pour marquer l'actine (vert) et Tom20-mCherry pour marquer les mitochondries (bleu).

La localisation des mitochondries dans les différentes régions des cellules est rendue possible par le cytosquelette d'actine. Nous étudions les mécanismes moléculaires qui régissent ce processus avec l'objectif d'observer les interactions entre les mitochondries et le cytosquelette d'action dans les cellules en prolifération.

Défis

La phototoxicité est observée avec ces échantillons lors de l'utilisation de la microscopie confocale traditionnelle.

Solution

ZEISS Lattice Lightsheet 7 permet d'imager des cellules pendant 12 heures avec une résolution suffisante pour visualiser l'actine et les mitochondries individuelles, même pendant les événements mitotiques.

Paramètres d'acquisition

Cinq positions, un volume toutes les 10 min pendant 12 h, 73 volumes ont été enregistrés, volume imagé : 75 µm x 120 µm x 16 µm par position, temps d'exposition de 30 ms, 30 x 1000 feuillets de lumière en treillis, trois canaux.

Organoïdes cérébraux

Simuler le cerveau pour étudier les troubles neurologiques et les maladies neurodégénératives

Cette vidéo montre un organoïde cérébral. Avec l'aimable autorisation de : Maria La Calle Aurioles, Université McGill, Montréal, Canada.

Les organoïdes cérébraux sont des structures tissulaires tridimensionnelles auto-organisées dérivées de cellules souches et capables de simuler l'architecture et la fonctionnalité du cerveau humain. Ils sont largement utilisés pour étudier le cerveau, les troubles neurologiques et les maladies neurodégénératives.

Défis

La microscopie confocale conventionnelle exige un compromis sur la vitesse ou la résolution afin d'obtenir une image de l'ensemble de l'organoïde cérébral en un temps raisonnable.

Solution

ZEISS Lattice Lightsheet 7 a besoin de moins de 10 minutes pour prendre des images de l'ensemble de l'organoïde avec une résolution suffisante pour distinguer les neurones individuels.

Paramètres d'acquisition

Volume d'acquisition : 1,37 mm x 1,18 mm x 76 µm, temps d'exposition de 5 ms, 100 x 1800 feuillets de lumière en treillis, deux canaux.

Vaisseau intersectoriel du poisson zèbre

Étude du développement cardiovasculaire chez les embryons de poisson zèbre

Il s'agit d'un poisson zèbre vivant au jour 6 exprimant dsRed pour marquer les vaisseaux sanguins (violet) et GCaMP/GFP pour mesurer la signalisation calcique (vert).

Avec l'aimable autorisation de : J. Mack, Université de Californie, Los Angeles, États-Unis.

Le laboratoire Mack étudie les mécanismes de mécanotransduction endothéliale dans le contexte de la santé et de la maladie vasculaires. Il analyse l'influence des forces du flux sanguin sur la réponse vasculaire, à la fois au niveau de la cellule unique et du tissu. Pour visualiser l'hétérogénéité de la réponse, il a recours à l'imagerie cellulaire en direct à haute résolution et à la microscopie à force atomique pour quantifier la dynamique des oscillations de Ca2+, mesurer les propriétés de la membrane plasmique induites par le flux et déterminer la localisation des protéines au niveau subcellulaire.1

Le poisson zèbre est un organisme modèle largement utilisé dans la recherche cardiovasculaire. En effet, il se reproduit rapidement, les embryons sont transparents et les manipulations génétiques sont simples. Le laboratoire Mack utilise le poisson zèbre pour étudier le développement, le fonctionnement et les maladies cardiovasculaires. 

Défis et solutions

La microscopie à champ large a fourni la vitesse requise pour l'imagerie en direct des cellules endothéliales des vaisseaux sanguins, mais ce n'est qu'avec ZEISS Lattice Lightsheet 7 qu'une résolution plus élevée, en particulier dans la dimension axiale, a pu être obtenue.

Paramètres d'acquisition

Un volume toutes les 8 sec pendant 15 min, 115 volumes ont été enregistrés, volume imagé : 200 µm x 250 µm x 55 µm, temps d'exposition de 3 ms, 100 x 1800 feuillets de lumière en treillis, deux canaux.

Remous membranaires dans des cellules cancéreuses

Caractérisation de la motilité des cellules tumorales et du potentiel métastatique

Cette vidéo montre des cellules cancéreuses exprimant la GFP marquée sur la membrane.

Avec l'aimable autorisation de : I. Smith, Université de Californie, Irvine, États-Unis.

Les remous membranaires sont un mouvement dynamique de la membrane de la surface cellulaire, souvent observé sur le bord d'attaque des cellules adhérentes. Dans les cellules cancéreuses, les remous membranaires peuvent être utilisés pour caractériser la motilité des cellules tumorales et leur potentiel métastatique.

Défis et solutions

ZEISS Lattice Lightsheet 7 permet l'imagerie volumétrique de la dynamique membranaire ultrarapide avec une résolution quasi-isotropique pour une caractérisation détaillée des remous membranaires.

Paramètres d'acquisition

Un volume toutes les 1,5 sec. pendant 2 min, 85 volumes ont été enregistrés, volume imagé : 58 µm x 60 µm x 9 µm, temps d'exposition de 3 ms, 15 x 550 feuillets de lumière en treillis.

Marquage neuronal chez les C. elegans vivants

Étude des maladies humaines neurodégénératives chez C. elegans

Vous voyez ici C. elegans avec différentes étiquettes neurales.

Avec l'aimable autorisation de : S. Encalada, The Scripps Research Institute, et S. Chalasani, Salk Institute, La Jolla, USA.

Le laboratoire Encalada s'intéresse à la caractérisation des interactions entre les moteurs moléculaires et leur cargaison vésiculaire pour réguler le transport axonal dans les neurones. L'un de ses outils est la microscopie à haute résolution chez C. elegans, afin d'identifier et de caractériser les complexes régulateurs de la charge motrice. Il utilise également C. elegans pour construire des modèles de maladies à agrégation de protéines, notamment les maladies à prions et la maladie d'Alzheimer, afin de caractériser le rôle du transport motorisé dans la toxicité et l'infectiosité.1

Le laboratoire Chalasani utilise le système nerveux simple de C. elegans pour étudier les maladies humaines et les essais de médicaments dans un modèle bien compris.2

Défis

Imager les neurones d'un C. elegans entier requiert une imagerie ultrarapide de grands volumes, ce qui pose problème avec des technologies telles que la microscopie confocale traditionnelle.

Solution

ZEISS Lattice Lightsheet 7 fournit non seulement la résolution temporelle requise, mais aussi la résolution spatiale pour identifier et suivre les neurones individuels dans le ver en mouvement.

Paramètres d'acquisition

Un volume toutes les 2 min pendant 1 h 20 min, 41 volumes ont été enregistrés, volume imagé : 300 µm x 340 µm x 55 µm, temps d'exposition de 15 ms, 100 x 1800 feuillets de lumière en treillis, deux canaux.

Cellules T cytotoxiques ciblant des cellules de mélanome

Étudier le comportement des cellules T pour optimiser l'immunothérapie

Ces vidéos montrent des lymphocytes T cytotoxiques interagissant avec des cellules cibles de mélanome de souris. Le lymphocyte est marqué avec CellVue Maroon et la cellule cible exprime la F-tractine EGFP, un rapporteur F-actine.

Avec l'aimable autorisation de : Elisa Sanchez, Morgan Huse, Memorial Sloan Kettering Cancer Center, Weill Cornell Medicine, New York, États-Unis.

Le laboratoire Huse s'intéresse à la manière dont les cellules immunitaires communiquent. Pour des réponses immunitaires efficaces contre les agents infectieux et le cancer, les cellules immunitaires doivent se déplacer aux bons endroits, puis identifier les menaces et y répondre spécifiquement en interagissant physiquement avec d'autres cellules. Les cellules T peuvent réorganiser complètement leur structure en quelques minutes en réponse à la stimulation des récepteurs de surface. Le laboratoire Huse étudie les mécanismes de signalisation qui contrôlent l'architecture des cellules T et la contribution des structures cellulaires spécifiques à la fonction immunitaire. Une meilleure compréhension de ces questions contribuerait au développement de stratégies visant à mieux moduler les réponses immunitaires in vivo, telles que l'immunothérapie.1

Afin d'optimiser les effets de l'immunothérapie, il est essentiel de comprendre comment les cellules T reconnaissent et tuent les cellules cancéreuses.

Défis et solutions

ZEISS Lattice Lightsheet 7 capture les cellules T en direct et en action. L'imagerie volumétrique rapide et douce des interactions cellulaires avec une résolution quasi-isotropique en fait l'outil idéal pour étudier le comportement et la fonction des cellules T.

Paramètres d'acquisition

Trois positions, un volume toutes les 3 min pendant 2 h 15 min, 507 plans par volume, volume imagé : 300 µm x 130 µm x 16 µm, temps d'exposition de 25 ms, 30 x 1000 feuillets de lumière en treillis, deux canaux.

Organoïdes de cancer du pancréas

Signalisation calcique dans la recherche sur le cancer

Ci-contre, un organoïde pancréatique coloré avec le colorant indicateur de calcium GCaMP6s.

Avec l'aimable autorisation de : Michiyuki Matsuda et Shinya Yamahira, Université de Kyoto, Japon.

Dans la recherche sur le cancer, les altérations de la signalisation calcique ont été liées à la croissance et à la progression des tumeurs. Le GCaMP est un indicateur de calcium codé génétiquement qui émet une fluorescence verte lorsqu'il est lié au calcium. Le GCaMP est donc couramment utilisé pour mesurer les augmentations du Ca2+ intracellulaire et pour étudier la signalisation calcique.

Défis

Les événements de signalisation calcique sont connus pour être ultrarapides et capturer le volume complet d'un organoïde assez rapidement : ne pas manquer de tels événements peut relever du défi.

Solution

ZEISS Lattice Lightsheet 7 permet l'imagerie en temps réel de l'ensemble de l'organoïde avec une haute résolution temporelle pour capturer les flashs de calcium des cellules individuelles.

Paramètres d'acquisition

Un volume toutes les 10 sec pendant 10 min, 376 plans par volume, volume imagé : 145 µm x 350 µm x 75 µm, temps d'exposition de 5 ms, 100 x 1800 feuillets de lumière en treillis.

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