Microscopía de lámina de luz reticular en investigaciones sobre ciencias de la vida: ejemplos recientes de la comunidad investigadora
Aplicación tecnológica

Microscopía de lámina de luz reticular en investigaciones sobre ciencias de la vida

Descubra ejemplos recientes de aplicaciones de la comunidad investigadora

Cuando se presentó ZEISS Lattice Lightsheet 7 ante la comunidad investigadora en 2020, marcó un hito en el desarrollo de las técnicas de microscopía para el estudio de la vida. Por primera vez, los biólogos tuvieron la oportunidad de observar procesos biológicos subcelulares durante periodos más prolongados, con tecnología de captura de imágenes avanzada implementada en un dispositivo fácil de usar bajo la premisa de máxima accesibilidad.

Ahora, diversos grupos de investigación de todo el mundo han probado la tecnología en la práctica y pueden mostrar los primeros resultados. Esta página documenta la amplia gama de aplicaciones que se benefician de la microscopía de lámina de luz reticular y los impresionantes hallazgos que pueden obtenerse solo con ZEISS Lattice Lightsheet 7:

Firmas de expresión génica en embriones de ratón en desarrollo

Entender los procesos iniciales del desarrollo de la vida

Ambas imágenes muestran un embrión de ratón fijado en el día 3,5 que tiene un diámetro de aproximadamente 60 µm. Disco giratorio: la muestra se tiñe para detectar gamma‑H2AX y ADN replicante marcado con EdU; ZEISS Lattice Lightsheet 7: la muestra se tiñe contra gamma‑H2AX y DRAQ5.

Imagen cortesía de: T. Olbrich y M. Kruhlak, Instituto Nacional del Cáncer, Institutos Nacionales de Salud, EE. UU.

En una rápida sucesión, el embrión preimplantatorio de ratón experimenta una serie de divisiones celulares que implican dos decisiones críticas sobre el destino celular. Estas decisiones influyen en la complejidad y la arquitectura del posterior desarrollo del embrión. Comprender cómo las células embrionarias restringen biomolecularmente su potencial de desarrollo inicial y promueven el compromiso celular específico ayuda a aportar perspectivas clave sobre la plasticidad del cáncer y podría mejorar los protocolos de fertilización.

Dificultades

Durante la transición del epiblasto preimplantatorio (naïve) al estado pluripotente, más de 100 células se organizan en un embrión de ratón preimplantatorio de aproximadamente 60-80 µm de diámetro. Para examinar los cambios en la expresión génica durante esta transición, tanto las muestras vivas como las fijas se captan en diferentes puntos temporales por medio de microscopía confocal con disco giratorio. El análisis volumétrico de los patrones de expresión celular aporta evidencia sobre los mecanismos moleculares que regulan el desarrollo de los embriones de ratón preimplantatorios.

Para determinar qué células expresan marcadores celulares específicos y cómo se organizan estas células entre sí, se requiere microscopía confocal para captar imágenes volumétricas de los embriones preimplantatorios. Los embriones en esta etapa son sensibles a los cambios en el entorno de crecimiento, la integridad estructural y la fototoxicidad. Para evitar cualquier cambio anómalo en el fenotipo del desarrollo, los embriones no podían forzarse contra el cubreobjetos y era necesario captar las imágenes rápidamente y con baja fototoxicidad. La única opción disponible era utilizar microscopía confocal con disco giratorio. Este método de captura de imágenes satisfacía la necesidad de baja fototoxicidad, y casi proporcionaba la velocidad requerida, pero se veía afectado por la drástica pérdida de intensidad de la señal al aumentar la profundidad de la captura de imágenes dentro de los embriones. En consecuencia, normalmente se captaban imágenes solo hasta la mitad de la profundidad de las muestras.

Solución

El microscopio ZEISS Lattice Lightsheet 7 permitió captar imágenes de toda la profundidad de los embriones con escasa o nula fototoxicidad, a la velocidad requerida para evitar cualquier artefacto de movimiento y con una pérdida mínima de la intensidad de la señal. Además, la captura de imágenes volumétricas de los embriones mediante ZEISS Lattice Lightsheet 7 permitía una resolución casi isotrópica para lograr una representación más precisa de la organización celular dentro del embrión. Es importante destacar que esta tecnología de captura de imágenes nos permitirá medir las firmas de expresión génica durante esta etapa crucial en el desarrollo embrionario.

Parámetros de adquisición

Volumen captado: 230 µm × 124 µm × 94 µm, 30 ms de tiempo de exposición, 30 × 1000 de lámina de luz reticular, dos canales.

Cardiomiocitos derivados de células madre vivas

Investigar enfermedades cardiovasculares con cardiocitos latientes

Este vídeo muestra cardiocitos latientes derivados de células madre pluripotentes inducidas (iPS) vivos teñidos con SiR‑Hoechst para marcar el ADN, que se captaron con ZEISS Lattice Lightsheet 7.

Imagen cortesía de: Y. Taniguchi, Universidad de Kioto, Japón.

El laboratorio Taniguchi se centra en desarrollar nuevas tecnologías que aprovechen las ventajas de combinar múltiples campos académicos, como la biología, la química, la física, la medicina y la informática. Su abordaje multidisciplinario y su especialización suscitan colaboraciones con muchos grupos de investigación de la Universidad de Kioto. En uno de sus proyectos, se investigan cardiomiocitos derivados de células madre pluripotentes inducidas (iPS) vivos como una herramienta valiosa para las investigaciones cardiovasculares. Pueden utilizarse para modelizar enfermedades cardiovasculares, acelerar pruebas de fármacos y hacer avanzar posibles terapias regenerativas.

 

Dificultades

La microscopía confocal convencional no puede captar imágenes de todo el modelo celular en 3D con una resolución temporal superior a la frecuencia de latidos.

Solución

La capacidad de ZEISS Lattice Lightsheet 7 para efectuar una captura rápida de las imágenes volumétricas con resolución subcelular puede utilizarse para investigar las variaciones en los tejidos, como la contractilidad y la viabilidad celulares, entre otras.

Parámetros de adquisición

Un solo volumen cada 1,26 s, 48 vol/min durante 1 min, volumen captado: 300 µm × 435 µm × 125 µm, 2 µm de tamaño de paso, 126 planos por volumen, 1 ms de tiempo de exposición, 100 × 1800 de lámina de luz reticular.

Conos de crecimiento axonal sobre estructuras en rejilla difíciles

Profundizar en la comprensión del desarrollo y la disfunción neuronales

Aquí puede verse un cultivo disperso de neuronas corticales de ratón que crece sobre un polímero de cicloolefina (COP) con un espesor de 200 µm y con una estructura en rejilla. Las neuronas están marcadas con mScarlet (citosol) y EGFP terminado en Lyn (membrana plasmática).

Imagen cortesía de: M. Kengaku, Universidad de Kioto, Kioto, Japón.

Los conos de crecimiento axonal exploran el entorno y determinan la dirección del crecimiento neuronal. La investigación del movimiento dinámico de las neuronas en desarrollo permite profundizar en la comprensión del desarrollo y la disfunción neuronales en las enfermedades neurológicas y neurodegenerativas.

Dificultades

Las células se cultivan sobre polímero de cicloolefina (COP) con una estructura en rejilla para observar cómo avanzan los conos de crecimiento por la rejilla. Los conos de crecimiento son extremadamente sensibles a la luz y empiezan a encogerse cuando se exponen a demasiada luz de excitación. Además, la estructura en rejilla sobre el COP plantea muchos inconvenientes para los sistemas tradicionales de captura de imágenes. Pueden observase artefactos de doble imagen cuando se utiliza un confocal de barrido láser tradicional. El COP también tiene un índice de refracción de 1,53, mientras que el vidrio tiene un índice de refracción de 1,52, y el grosor de la base del COP es de 200 µm; estos parámetros pueden ocasionar un desenfoque de las imágenes.

Solución

ZEISS Lattice Lightsheet 7 es capaz de superar estos inconvenientes. Al orientar la estructura en rejilla para que quede paralela a la lámina de luz reticular y ajustar la óptica de forma libre específica de Lattice Lightsheet 7, se puede eliminar la doble imagen. Además, la delicadeza de ZEISS Lattice Lightsheet 7 la convierte en la herramienta perfecta para investigar el movimiento dinámico de las neuronas en desarrollo en 4D con alta resolución espaciotemporal sin alterarlas con demasiada luz.

Parámetros de adquisición

Un solo volumen cada 15 s, 21 volúmenes en 5 min, volumen captado: 78 µm × 44 µm × 22 µm, 0,3 µm de tamaño de paso, 134 planos por volumen, 20 ms de tiempo de exposición, 30 × 1000 de lámina de luz reticular, dos canales.

Colonias de células madre pluripotentes humanas

Una herramienta prometedora para la medicina regenerativa

Aquí puede ver organoides de la médula espinal derivados de células madre embrionarias humanas en medios de cultivo celular y uniones estrechas etiquetadas con EGFP marcadas con Matrigel, mCherry nuclear y tinción en rojo lejano con SiR‑actina.

Este vídeo en cámara rápida muestra colonias con micropatrones de células madre pluripotentes humanas (hPSC) que expresan la proteína 1 de las uniones estrechas fusionada a la proteína verde fluorescente (TJP1‑GFP). Estas colonias se pliegan en esferas tridimensionales huecas en respuesta a la adición de una matriz extracelular. En este caso, el proceso de plegado se visualiza mediante una molécula indicadora de uniones estrechas, que se localizan en la cara apical de las hPSC epiteliales.

Imagen cortesía de: G. Anand, S. Ramanathan, Universidad de Harvard, EE. UU.

El laboratorio Ramanathan trata de entender la toma de decisiones por parte de las células y los organismos. Una de las líneas de investigación se centra en cómo las células madre multipotentes toman decisiones sobre el desarrollo para conformar los complejos tejidos del cuerpo humano. Las células madre pluripotentes humanas son una valiosa herramienta para estudiar la diferenciación celular. Dado que pueden renovarse indefinidamente y convertirse en cualquier otro tipo de célula del cuerpo, tienen el potencial de sustituir a las células dañadas o enfermas, lo que las convierte en una herramienta prometedora para la medicina regenerativa.

Dificultades

En experimentos anteriores con microscopía confocal, el fotoblanqueo y la fototoxicidad planteaban problemas para la recopilación de datos.

Solución

ZEISS Lattice Lightsheet 7 permitió la captura de imágenes volumétricas de las esferas para rastrear las divisiones y los reordenamientos celulares.

Parámetros de adquisición

Un solo volumen cada 10 min durante 16 h, se grabaron 97 volúmenes, volumen captado: 520 µm × 540 µm × 32 µm, 12 ms de tiempo de exposición, 100 × 1800 de lámina de luz reticular.

Estábamos interesados en evaluar ZEISS Lattice Lightsheet 7 para ver si solucionaría nuestros problemas con el fotoblanqueo y la fototoxicidad que se producían cuando intentábamos obtener imágenes de nuestras líneas celulares con moléculas indicadoras fluorescentes a alta resolución temporal mediante la microscopía confocal convencional. Nos sorprendió gratamente la capacidad para capturar movimientos dinámicos de las células en escalas temporales inferiores a 5 minutos al utilizar este instrumento. Agradecemos a ZEISS la oportunidad de obtener imágenes de nuestras muestras utilizando sus últimas tecnologías.

Giridhar Anand

Ramanathan Lab, Universidad de Harvard, EE. UU.

Eventos mitóticos con detalle subcelular

Investigar las posibles conexiones entre las mitocondrias y el citoesqueleto de actina

Este vídeo muestra células HeLa que expresan la proteína LifeAct‑GFP para marcar la actina (verde) y la proteína Tom20‑mCherry para marcar las mitocondrias (azul).

La localización de mitocondrias en diferentes regiones de las células está mediada por el citoesqueleto de actina. Estamos examinando los mecanismos moleculares que rigen este proceso y pretendemos observar las interacciones entre las mitocondrias y el citoesqueleto de actina en las células en proliferación.

Dificultades

Se observa fototoxicidad con estas muestras cuando se utiliza la microscopía confocal tradicional.

Solución

ZEISS Lattice Lightsheet 7 permite adquirir imágenes de las células durante 12 horas con suficiente resolución para captar imágenes de la actina y las mitocondrias individuales, incluso durante eventos mitóticos.

Parámetros de adquisición

Cinco posiciones, un solo volumen cada 10 minutos durante 12 horas, se grabaron 73 volúmenes, volumen captado: 75 µm × 120 µm × 16 µm por posición, 30 ms de tiempo de exposición, 30 × 1000 de lámina de luz reticular, tres canales.

Organoides cerebrales

Simular el cerebro para estudiar trastornos neurológicos y enfermedades neurodegenerativas

Este vídeo muestra un organoide cerebral. Imagen cortesía de: Maria La Calle Aurioles, Universidad McGill, Montreal, Canadá.

Los organoides cerebrales son estructuras tisulares tridimensionales autoorganizadas derivadas de células madre, y son capaces de simular la arquitectura y funcionalidad del cerebro humano. Se utilizan ampliamente para estudiar el cerebro, trastornos neurológicos y enfermedades neurodegenerativas.

Dificultades

Con la microscopía confocal convencional hay que hacer concesiones en cuanto a velocidad o resolución para obtener imágenes del organoide cerebral entero en un tiempo razonable.

Solución

ZEISS Lattice Lightsheet 7 capta imágenes del organoide entero con una resolución suficiente para distinguir neuronas individuales en menos de 10 minutos.

Parámetros de adquisición

Volumen captado: 1,37 mm × 1,18 mm × 76 µm, 5 ms de tiempo de exposición, 100 × 1800 de lámina de luz reticular, dos canales.

Vaso intersegmentado de pez cebra

Investigar el desarrollo cardiovascular en embriones de pez cebra

Este es un pez cebra vivo de 6 días que expresa la proteína roja fluorescente DsRed para marcar los vasos sanguíneos (púrpura) y la proteína GCaMP/GFP para medir la señalización de calcio (verde).

Imagen cortesía de: J. Mack, Universidad de California, Los Ángeles, EE. UU.

El laboratorio The Mack Lab estudia los mecanismos de mecanotransducción endotelial en el contexto de la salud y las enfermedades vasculares. Estudian cómo influyen las fuerzas del flujo sanguíneo en la respuesta vascular, tanto a nivel de cada célula como a nivel tisular. Para visualizar la heterogeneidad de la respuesta, utilizan la captura de imágenes de células vivas en alta resolución y la microscopía de fuerza atómica para cuantificar la dinámica de las oscilaciones de Ca2+, medir las propiedades de la membrana plasmática inducidas por el flujo y determinar la localización de proteínas a nivel subcelular.1

El pez cebra es un organismo modelo muy utilizado en investigaciones cardiovasculares, ya que se reproduce con rapidez, los embriones son transparentes y la manipulación genética es sencilla. El laboratorio The Mack Lab utiliza el pez cebra para estudiar el desarrollo, la función y las enfermedades cardiovasculares. 

Dificultades y solución

La microscopía widefield proporcionaba la velocidad necesaria para la captura de imágenes en vivo de las células endoteliales de los vasos sanguíneos, pero solo con ZEISS Lattice Lightsheet 7 se pudo lograr una mayor resolución, especialmente en la dimensión axial.

Parámetros de adquisición

Un solo volumen cada 8 s durante 15 min, se grabaron 115 volúmenes, volumen captado: 200 µm × 250 µm × 55 µm, 3 ms de tiempo de exposición, 100 × 1800 de lámina de luz reticular, dos canales.

Ondulaciones membranarias en células cancerosas

Caracterizar la movilidad de las células tumorales y su potencial metastásico

Este vídeo muestra células cancerosas que expresan la proteína verde fluorescente (GFP) etiquetada membranaria.

Imagen cortesía de: I. Smith, Universidad de California, Irvine, EE. UU.

Las ondulaciones membranarias son un movimiento dinámico de la membrana en la superficie celular que suele observarse en el borde anterior de las células adheridas. En las células cancerosas, las ondulaciones membranarias pueden utilizarse para caracterizar la movilidad de las células tumorales y su potencial metastásico.

Dificultades y solución

ZEISS Lattice Lightsheet 7 permite captar imágenes volumétricas de la dinámica membranaria ultrarrápida con una resolución casi isotrópica para la caracterización detallada de las ondulaciones membranarias.

Parámetros de adquisición

Un solo volumen cada 1,5 s durante 2 min, se grabaron 85 volúmenes, volumen captado: 58 µm × 60 µm × 9 µm, 3 ms de tiempo de exposición, 15 × 550 de lámina de luz reticular.

Marcación neuronal en C. elegans vivos

Investigar enfermedades neurodegenerativas humanas en C. elegans

Aquí puede ver C. elegans con diferentes marcadores neurales.

Imagen cortesía de: S. Encalada, The Scripps Research Institute, y S. Chalasani, Salk Institute, La Jolla, EE. UU.

El laboratorio Encalada Lab está interesado en caracterizar las interacciones entre motores moleculares y su carga vesicular para regular el transporte axonal en las neuronas. Una de las herramientas que utilizan es la microscopía de alta resolución en C. elegans, con el fin de identificar y caracterizar los complejos reguladores motor‑carga. También utilizan C. elegans para construir modelos de enfermedades de agregación proteica, incluidas las enfermedades priónicas y la enfermedad de Alzheimer, con el fin de caracterizar el papel del transporte mediado por motores en la toxicidad y la infectividad.1

El laboratorio Chalasani Lab utiliza el sistema nervioso simple de C. elegans para estudiar enfermedades humanas y probar fármacos en un modelo bien conocido.2

Dificultades

La captura de imágenes de neuronas en un C. elegans entero requiere una captura ultrarrápida de grandes volúmenes, lo que resulta difícil para las tecnologías como la microscopía confocal tradicional.

Solución

ZEISS Lattice Lightsheet 7 no solo proporciona la resolución temporal necesaria, sino también la resolución espacial para identificar y seguir neuronas individuales en el gusano en movimiento.

Parámetros de adquisición

Un solo volumen cada 2 min durante 1 h y 20 min, se grabaron 41 volúmenes, volumen captado: 300 µm × 340 µm × 55 µm, 15 ms de tiempo de exposición, 100 × 1800 de lámina de luz reticular, dos canales.

Linfocitos T citotóxicos dirigidos a células melanómicas

Estudiar el comportamiento de los linfocitos T para optimizar la inmunoterapia

Estos vídeos muestran linfocitos T citotóxicos que interactúan con células diana melanómicas de ratón. El linfocito está teñido con CellVue Maroon, y la célula diana expresa la F‑tractina EGFP, una molécula indicadora de F‑actina.

Imagen cortesía de: Elisa Sanchez, Morgan Huse, Memorial Sloan Kettering Cancer Center, Weill Cornell Medicine, Nueva York, EE. UU.

El laboratorio Huse Lab estudia cómo se comunican las células inmunitarias. Las respuestas inmunitarias eficaces contra los agentes infecciosos y el cáncer requieren que las células inmunitarias se desplacen a los lugares correctos y, luego, que identifiquen y respondan específicamente a las amenazas mediante la interacción física con otras células. Los linfocitos T pueden reorganizar completamente su estructura en cuestión de minutos en respuesta a la estimulación de los receptores superficiales. El laboratorio Huse Lab estudia los mecanismos de señalización que controlan la arquitectura de los linfocitos T y cómo determinadas estructuras celulares contribuyen a la función inmunitaria. Una mayor comprensión de estas cuestiones podría contribuir al desarrollo de estrategias para modular mejor las respuestas inmunitarias in vivo, como la inmunoterapia.1

Para optimizar los efectos de la inmunoterapia, es crucial entender cómo los linfocitos T reconocen y eliminan las células cancerosas.

Dificultades y solución

ZEISS Lattice Lightsheet 7 capta los linfocitos T en vivo y en acción. La rápida y delicada captura de imágenes volumétricas de las interacciones celulares con una resolución casi isotrópica lo convierte en la herramienta perfecta para estudiar el comportamiento y la función de los linfocitos T.

Parámetros de adquisición

Tres posiciones, un solo volumen cada 3 min durante 2 h y 15 min, 507 planos por volumen, volumen captado: 300 µm × 130 µm × 16 µm por posición, 25 ms de tiempo de exposición, 30 × 1000 de lámina de luz reticular, dos canales.

Organoides del cáncer de páncreas

Señalización de calcio en investigaciones sobre el cáncer

Aquí puede ver un organoide del cáncer de páncreas teñido con la tinción indicadora de calcio GCaMP6s.

Imagen cortesía de: Michiyuki Matsuda y Shinya Yamahira, Universidad de Kioto, Japón.

En investigaciones sobre el cáncer, las alteraciones en la señalización de calcio se han relacionado con el crecimiento y la progresión tumorales. La proteína GCaMP es un indicador cálcico codificado genéticamente que emite fluorescencia verde cuando se une al calcio; por lo tanto, la GCaMP se utiliza habitualmente para medir aumentos del Ca2+ intracelular y estudiar la señalización de calcio.

Dificultades

Los eventos de señalización de calcio son conocidos por ser eventos ultrarrápidos, y puede resultar difícil capturar el volumen total de un organoide con la suficiente rapidez para no perderse tales eventos.

Solución

ZEISS Lattice Lightsheet 7 permite la captura de imágenes en cámara rápida del organoide entero con una alta resolución temporal para captar los destellos de calcio en cada célula.

Parámetros de adquisición

Un solo volumen cada 10 s durante 10 min, 376 planos por volumen, volumen captado: 145 µm × 350 µm × 75 µm, 5 ms de tiempo de exposición, 100 × 1800 de lámina de luz reticular.

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