ZEISS Lightsheet 7​
Producto

ZEISS Lightsheet 7

Captura de imágenes Multiview basadas en hoja de luz de muestras vivas y limpiadas

La microscopía de fluorescencia basada en hoja de luz (LSFM) es ideal para la captura rápida y delicada de imágenes de organismos modelo vivos enteros, tejidos y células mientras se desarrollan durante periodos prolongados. Además, puede usar ZEISS Lightsheet 7 para captar imágenes de muestras grandes sometidas a limpieza óptica en conjunto con resolución subcelular. La óptica dedicada, las cámaras y los soportes de la muestra permiten la adaptación al índice de refracción de su método de limpieza elegido.

  • Observe la vida real de forma rápida y con sensibilidad.
  • Capte imágenes de muestras grandes en su solución de limpieza preferida.
  • Logre la mejor calidad de imagen para varias aplicaciones.
Desarrollo de flores de Arabidopsis. Cortesía del laboratorio Riha, CEITEC, Universidad de Masaryk, Brno, República Checa

Observe procesos vivos 

Con rapidez y sensibilidad

Los detectores de alta eficiencia cuántica permiten observar los procesos más rápidos con los niveles de iluminación más bajos. Obtendrá una visión real de sus muestras sin los efectos adversos de la luz de excitación en su biología. Una cámara de la muestra especial proporciona calefacción, refrigeración y CO2 para mantener el entorno perfecto para sus experimentos.

Leyenda: Desarrollo de flores de Arabidopsis. Cortesía del laboratorio Riha, CEITEC, Universidad de Masaryk, Brno, República Checa

Imagen de muestras grandes

En su solución de limpieza preferida

El método de limpieza óptica elegido dependerá del tejido, sus marcadores de fluorescencia y el tamaño de la muestra. Lightsheet 7 se ha diseñado para adaptarse a todas estas condiciones. Capte imágenes de muestras de hasta 2 cm de tamaño con cualquier índice de refracción entre 1,33 y 1,58 en casi todas las soluciones de limpieza. Capte imágenes y datos generales con resolución subcelular, tanto si trabaja con organoides, esferoides, órganos, cerebros como con otras muestras, limpiados de forma óptica.

 

Vídeo: Se perfusionó un ratón C57 BL6J con PBS, colorante CellTracker™ CM-DiI y un 4 % de PFA. Limpiado usando el protocolo iDISCO+, el RIMS final es cinamato de etilo. Muestra cortesía de: Erin Diel – Universidad de Harvard; Harvard Center for Biological Imaging Room 2052, 16 Divinity Ave, Cambridge, MA 02138, EE. UU.

Óptica dedicada para su ZEISS Lightsheet 7

Logre la mejor calidad de imagen

Para diversas aplicaciones

Vaya un paso más adelante en la captura de imágenes de LSFM para manejar una amplia gama de aplicaciones. La óptica especial y las cámaras de la muestra le permiten ajustarse al índice de refracción perfecto. Las herramientas de software inteligentes le ayudan a ajustar los parámetros de captura de imágenes, como las posiciones de la hoja de luz y de la muestra, los ajustes del zoom, los cuadros y las posiciones, además de los parámetros de procesamiento de datos. Añada la tecnología de barrido pivotante patentada y obtenga imágenes de las secciones ópticas sin artefactos con la mejor calidad de imagen.

Eche un vistazo al interior de ZEISS Lightsheet 7

  • Verá lo fácil que es posicionar y captar imágenes de sus muestras vivas o limpias.

El principio de la microscopía de fluorescencia de lámina de luz​

Principio de iluminación de la LSFM de Lightsheet 7

El principio de la microscopía de fluorescencia basada en hoja de luz​

El desacoplamiento de la óptica de detección respecto de la óptica de iluminación permite la excitación de fluorescencia con lentes dedicadas con una apertura numérica baja, sin sacrificar la resolución de detección y la sensibilidad. Esto hace que la LSFM sea ideal para capturar imágenes de muestras a escala milimétrica, como organismos en desarrollo o grandes muestras limpiadas de tejido.

El principio de la microscopía de fluorescencia basada en hoja de luz​

La LSFM divide la excitación y la detección de fluorescencia en dos trayectorias de luz separadas, con el eje de iluminación perpendicular al eje de detección. Esto significa que usted puede iluminar una única sección fina de la muestra cada vez, generando una sección óptica inherente al excitar solo la fluorescencia desde el plano de enfoque. No se requiere pinhole ni procesamiento de imágenes. La luz procedente del plano de enfoque se recoge en los píxeles de una cámara, en lugar de píxel a píxel como, por ejemplo, en microscopios confocales u otros enfoques de microscopía de barrido láser. La recolección en paralelo de imágenes en un detector de cámara le permite recoger imágenes con mayor rapidez y menos luz de excitación, en relación con muchas otras técnicas de microscopio. Esto hace que la captura de imágenes en 3D sea extremadamente rápida y de eficiencia luminosa muy alta.

El desacoplamiento de la óptica de detección respecto de la óptica de iluminación permite la excitación de fluorescencia con lentes dedicadas con una apertura numérica baja, sin sacrificar la resolución de detección y la sensibilidad. Esto hace que la LSFM sea ideal para capturar imágenes de muestras a escala milimétrica, como organismos en desarrollo o grandes muestras limpiadas de tejido.

El escáner pivotante patentado

Proporciona una iluminación homogénea​

El escáner pivotante proporciona una iluminación homogénea​
El escáner pivotante proporciona una iluminación homogénea​

Cuando la hoja de luz atraviesa la muestra, algunas estructuras de la muestra como, por ejemplo, los núcleos, absorberán o dispersarán la luz de excitación. Esto hace que se generen sombras a lo largo del eje de iluminación, tal como se puede observar en la figura de la izquierda. Este efecto sucede en todos los microscopios de fluorescencia, pero en la microscopía basada en hoja de luz, el eje de iluminación es perpendicular al eje de observación, por lo que su influencia es mayor. ​

En Lightsheet 7, un escáner pivotante patentado modifica el ángulo del haz de luz en posición ascendente y descendente durante la captura de las imágenes. Al modificarse el ángulo de iluminación, las sombras se arrojarán en diferentes direcciones y la luz de excitación también llegará a las regiones escondidas detrás de las estructuras opacas, tal como se puede observar en la figura de la derecha. Esta es una forma perfecta de adquirir imágenes sin artefactos y de mejorar el procesamiento posterior y los pasos de análisis.

Aplicaciones

ZEISS Lightsheet 7 en funcionamiento

  • Cerebro de ratón limpiado con iDISCO, captado en cinamato de etilo con la óptica de detección 5x/0,16 foc. de Lightsheet 7.
  • Muestra cortesía de U. Roostalu, Gubra (Dinamarca).
  • Muestra cortesía de U. Roostalu, Gubra (Dinamarca).

Nefrología

Riñón de ratón limpiado con el protocolo iDISCO y captado en cinamato de etilo con la óptica de detección 5× / 0,16 foc y Clr 20× / 1,0 nd = 1,53 (inserción) de ZEISS Lightsheet 7. Se realizó una perfusión del ratón con lectina de tomate conjugada con DyLight 594 para visualizar la vasculatura y los glomérulos (rojo). En verde: autofluorescencia para visualizar la anatomía tisular. La captura de imágenes de órganos enteros en 3D y el análisis computacional de imágenes del tamaño y número glomerular ayudan a entender mejor los mecanismos de las diversas enfermedades renales, p. ej., la nefropatía diabética. Procesado con arivis Vision4D® en ACQUIFER HIVE.

  • Conjunto de datos 3D de una tráquea de ratón P10 que presenta la organización anatómica de las fibras nerviosas mecanosensoras.
  • Conjunto de datos 3D de una tráquea de ratón P10 que presenta la organización anatómica de las fibras nerviosas mecanosensoras.
  • Muestra cortesía de P.-L. Ruffault, C. Birchmeier, Laboratorio de biología del desarrollo/transducción de señales; A. Sporbert, M. Richter, Microscopía óptica avanzada; M. Delbrück, Centro de medicina molecular, Berlín (Alemania).
  • Muestra cortesía de P.-L. Ruffault, C. Birchmeier, Laboratorio de biología del desarrollo/transducción de señales; A. Sporbert, M. Richter, Microscopía óptica avanzada; M. Delbrück, Centro de medicina molecular, Berlín (Alemania).

Biología del desarrollo

Conjunto de datos 3D de una tráquea de ratón P10 que presenta la organización anatómica de las fibras nerviosas mecanosensoras. Tinción: DAPI, colágeno IV (anticuerpo Alexa 488), fibras sensoriales (estrés del indicador con expresión de tdTomato, anticuerpo Alexa 555), proteína de neurofilamentos NF200 (fibras nerviosas mielinizadas, anticuerpo Alexa 647).

La muestra se limpió en PEGASOS (Jing et al., 2018, Cell Research) captada en BB-PEG a RI de 1,54 con óptica de detección 5× / 0,16 foc y Cl r 20× / 1,0 nd = 1,53, respectivamente. Conjunto de datos con 5 aumentos: escala de píxeles 0,61 × 0,61 × 1,63 micras, cuadros de 3×3, zoom de 1,5×, 1230 secciones z, conjunto de datos de 20 aumentos con volumen de 2,57 × 2,58 × 2 mm: escala de píxeles 0,23 μm × 0,23 × 0,58 micras, cuadros de 1×5, zoom de 1,0×, 4206 secciones z, volumen de 2,0 × 0,45 × 1,82 mm.

  • Muestra cortesía de W. Masselink, laboratorio Tanaka, Instituto de Investigación de Patología Molecular, IMP. Imagen cortesía de P. Pasierbek, K. Aumayr, IMP BioOptics, Viena (Austria).

Extremidad de vertebrado, regeneración de la médula espinal

Las salamandras tienen la increíble capacidad de regenerar sus extremidades y su médula espinal. Las herramientas de genética molecular permiten identificar las células madre responsables de esta compleja regeneración y las señales de respuesta a la lesión que inician su proliferación. El antebrazo del ajolote se ha limpiado en cinamato de etilo (Masselink, W. et al. Development 146, (2019)) y se ha captado con una óptica de detección 5× / 0,16 con un índice de refracción de 1,57. El conjunto de datos de varios cuadros se alineó, se fusionó y se renderizó con el software de captura de imágenes ZEN y el software arivis Vision4D® en una plataforma de datos ACQUIFER HIVE.

  • Muestra cortesía de D. Reumann y J. Knoblich, IMBA, Viena (Austria).

Morfología neuronal

Capturar imágenes de células enteras en el cerebro humano es una tarea casi imposible, debido a la morfología tremendamente sofisticada de las neuronas y su propagación por todo el órgano. Los organoides permiten la recapitulación del cerebro humano en cierto grado, incluyendo la producción de neuronas a partir de cultivos de células madre neuronales. Con la limpieza ECi se puede estudiar la morfología neuronal de nivel local a global, lo cual da lugar a posibilidades fascinantes para el estudio de la morfología neuronal en 3D.

Organoides neuronales de 35 días de edad con una pequeña fracción marcada con GFP/tdtomato (3 % de GFP y 3 % de tdtomato) captada con un objetivo Clr 20× / 1,0 nd = 1,53.
Escala de píxeles: 222 × 222 × 567 nm.
Volumen de la imagen: 1,66 × 0,66 × 1,6 mm.

  • Limpiado y captado en Ce3D (Li et al. PNAS 163, 2017) con un índice de refracción de 1,49 (ph 7) con un objetivo ZEISS Lightsheet, 5x/0,16 (volumen de 2,5 x 2,5 x 1,6 mm). Los marcadores son amarillos: células T GFP-CD8, cian: B220 (folículos de células B, Alexa555), magenta: CD31 (vasculatura, Alexa647)
    Limpiado y captado en Ce3D (Li et al. PNAS 163, 2017) con un índice de refracción de 1,49 (ph 7) con un objetivo ZEISS Lightsheet, 5x/0,16 (volumen de 2,5 x 2,5 x 1,6 mm). Los marcadores son amarillo: células T GFP-CD8, cian: B220 (folículos de células B, Alexa555), magenta: CD31 (vasculatura, Alexa647) Joanna Groom, The Walter and Eliza Hall Institute of Medical Research, Australia
    Joanna Groom, The Walter and Eliza Hall Institute of Medical Research, Australia

    Limpiado y captado en Ce3D (Li et al. PNAS 163, 2017) con un índice de refracción de 1,49 (ph 7) con un objetivo ZEISS Lightsheet, 5x/0,16 (volumen de 2,5 x 2,5 x 1,6 mm)

    Los marcadores son amarillo: células T GFP-CD8, cian: B220 (folículos de células B, Alexa555), magenta: CD31 (vasculatura, Alexa647)

    Muestra cortesía de Joanna Groom, The Walter and Eliza Hall Institute of Medical Research (Australia)

Inmunología

La captura de imágenes de órganos linfoides intactos en 3D permite analizar y cuantificar la respuesta inmune a la infección viral. Las células T se transfirieron a ratones huéspedes de tipo salvaje antes de la recolección. El ganglio se limpió, fijó y se aclaró usando Ce3D (Li et al. PNAS 163, 2017) antes de la captura de imágenes con IR = 1,49 (ph 7) con una óptica de detección 5× / 0,16 (volumen 2,5 × 2,5 × 1,6 mm). La imagen muestra células T CD8+ nativas marcadas con GFP (amarillo), los folículos de células B están teñidos usando B220 (cian) y la red de vasculatura CD31 (magenta).

  • Se perfusionó un ratón C57 BL6J con PBS, colorante CellTracker™ CM-DiI y un 4 % de PFA. Limpiado usando el protocolo iDISCO+, el RIMS final es cinamato de etilo.
  • Se perfusionó un ratón C57 BL6J con PBS, colorante CellTracker™ CM-DiI y un 4 % de PFA. Limpiado usando el protocolo iDISCO+, el RIMS final es cinamato de etilo.
  • Muestra cortesía de E. Diel y D. Richardson, Universidad de Harvard, Cambridge (EE. UU.)
  • Muestra cortesía de E. Diel y D. Richardson, Universidad de Harvard, Cambridge (EE. UU.)

Mapeo de la vasculatura de todo el cerebro del ratón

Se perfusionó un ratón C57 BL6J con PBS y un 4 % de PFA. El cerebro se tiñó con perfusión de colorante Cell-Tracker™ CM-DiI, un colorante lipídico para marcar las membranas de la vasculatura. La muestra se limpió usando el protocolo iDISCO+, equilibrada en cinamato de etilo como RIMS final. Después se captaron imágenes en cinamato de etilo con un IR = 1,565 con óptica de detección Fluar 2,5× / 0,12 en una cámara de captura de imágenes de mesoescala translúcida.

La imagen de inserción de alta resolución de la derecha se captó con Clr Plan-Neofluar 20× / 1,0 Corr nd = 1,53. El volumen de la imagen es de 13,1 × 13,1 × 6 mm con una resolución de píxeles de 1,83 × 1,83 × 6,77 μm. Se captó en unos 40 minutos en cuadros de 4×4, 866 secciones z. El volumen de datos es de 93 GB. Datos procesados con el software de captura de imágenes ZEN y arivis Vision4D® en una plataforma de datos ACQUIFER HIVE.

  • Muestra cortesía de E. Diel, D. Richardson. Universidad de Harvard, Cambridge (EE. UU.)

Mapeo de interneuronas y células de Purkinje en todo el cerebro de ratón

El cerebro de ratón se limpió con el protocolo CLARITY con la captura final de imágenes en EasyIndex con un índice de refracción IR = 1,46.

Expresión de tdtomato que genera Parvalbumina-Cre. La parvalbumina se expresa en una población de interneuronas en el cerebro y las células de Purkinje en el cerebelo. El conjunto de datos de todo el cerebro se captó en ZEISS Lightsheet 7 con la óptica de detección 5× / 0,16 foc. El volumen de la imagen es de 11 × 20 × 8,8 mm con una resolución de píxeles de 0,91 × 0,91 × 5,35 μm (12 028 × 22 149 × 1621 vóxeles). Se captó en cuadros de 6x10, 1621 secciones z. El volumen de datos es de 1,2 TB (805 GB tras unir las imágenes). Los datos se procesaron con el software de captura de imágenes ZEN y arivis Vision4D® en una plataforma de datos ACQUIFER HIVE.

Descargas

    • ZEISS Lightsheet 7

      Light sheet fluorescence microscopy for Multiview imaging of living and cleared specimens.

      Tamaño de archivo: 8 MB
    • ZEISS Lightsheet 7

      Light sheet fluorescence microscopy for Multiviewimaging of living and cleared specimens.

      Tamaño de archivo: 1 MB
    • How to Get Better Fluorescence Images with Your Widefield Microscope.

      A Methodology Review

      Tamaño de archivo: 1 MB
    • ZEISS Lightsheet 7

      How to Get Best Images with Various Types of Immersion Media and Clearing Agents

      Tamaño de archivo: 2 MB

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